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植物乳酸菌による生薬発酵で生ずる抗炎症性物質の構造と機能に関する研究

岡本 知子 広島大学

2020.02.27

概要

生薬は,ヒトへの投与の長い歴史の中で,その薬効と安全性が評価されてきた。その薬効成分は,医薬品リード化合物となっているが、生薬中に含まれる有効成分量は,低いものもしばしば認められる。

生薬に含まれる薬効成分の多くは,植物二次代謝物であり、これらは元の植物中に主に配糖体として保存されている。さらに,配糖体はその糖鎖が切断された形の活性型「アグリコン」よりも生物学的利用率が低いため,結果として弱い生物活性しか示さないことが多い。すなわち、植物二次代謝物の生物活性を最大限に活かすためには活性型「アグリコン」への変換が重要である。

近年,漢方薬の研究を通じて,植物二次代謝物が、腸内細菌による配糖体加水分解などを受け、活性型に変換されるものがあることが明らかとなってきた。また,これらの活性型への変換には、特定の腸内細菌が関わっていることが見出された。このように,植物二次代謝物を生物学的に活性なアグリコンに変換する腸内細菌は、薬効を上昇させるために大きな役割を果たしている。また,通常,配糖体を加水分解する酵素として知られる-グルコンダーゼを持つ微生物による生薬の発酵は,生物活性物質をその前駆体から変換するための有用な方法であるとの報告がなされるようになった。

植物由来の乳酸菌(植物乳酸菌)の1つLactobacillus(Lb.)plantarumSN13Tは,予備実験から,生薬の水抽出液中での増殖性が良好であることが判明した。すなわち、SN13T株は,生薬の発酵微生物として使用できる可能性があることが明らかとなった。そこで,本研究では、「SNI3T株が発酵によって,生薬中の物質から新たな生物活性物質を生成させる」という仮説を立て、その検証を行うことを目的とした。

その際,非アルコール性脂肪性肝炎NASH)モデル細胞における炎症反応に対する抑制活性を指標として,生薬発酵液中に含まれる抗炎症性物質のスクリーニングを行った。この細胞モデルは,脂肪酸の投与により,細胞培養液中のInterleukin(IL)-8の量が増加することが確認されたことから,発酵生薬の生物活性をIL-8遊離量に対する阻害度を測定することで評価した。

SN13T株を用いて10種類の生薬を発酵させ、その発酵抽出物の抗炎症活性を調査した結果、艾葉(ガイヨウ)発酵液に抗炎症活性が確認された。次にゲノム配列の明らかなSN13T株,SN35N株,およびLP28株の3種類の乳酸菌株で発酵させた文葉抽出物の抗炎症活性を未発酵の文葉抽出物と比較した。その結果、SN13T株,およびSN35N株で発酵させた場合は,未発酵文葉抽出物よりも抗炎症活性が上昇したが、LP28株の場合は,未発酵文葉抽出物と同程度であることが分かった。また,SN18T株で発酵させた文葉抽出物の抗炎症活性は、SN35N株のそれより強かった。

これらの株の全ゲノム情報を比較した結果、SN13T株,SN85N株,LP28株の順に、B-グルコンダーゼをコードするOpenreadingflame(ORF)が多いことが分かった。さらに,これらのORFのアミノ酸配列に基づいて系統樹を作成した結果,SN13T株は他の2株とは異なり,本株特有のB-グルコンダーゼを保有する可能性が高いことが示唆された。すなわち,SN13T株のように多様性に富んだ-グルコンダーゼを持つ乳酸菌株は,より多くの植物二次代謝物を基質として認識し,配糖体を加水分解できると考えられる。

次に,SN18T株による発酵文葉抽出物から抗炎症性物質の単離を試みた。活性を有する90%(vr)メタノール画分の成分をHPLCで分析した結果、発酵支葉抽出物では,未発酵文葉抽出物にはない2つのピークが確認された。これらのピークは,SN35N株で発酵させたものでもわずかに検出されたが,LP28株で発酵させた場合には,全く検出されなかった。この結果は,抗炎症活性試験の結果と相関しており、活性の増強は発酵により新たに生成した2つのピークに由来する化合物である可能性が強く示唆された。さらに活性物質の分離・精製を続けた結果,これら2つのピークに由来する活性化合物は,catecholとseco-tanapartholideCであると同定された。ちなみに,得られた両化合物の量,185gの乾燥支薬粉末からそれぞれ22.3mgおよび18mgであった。

得られた2つの化合物は,どちらもキク科に豊富に含まれる化合物群であり、配糖体として植物中に存在することが報告されている。したがって,catecholとseco-tanapartholideCは、SN13T株が保有するS-グルコンダーゼによる配糖体加水分解で生じた化合物であると推測された。

以上,SN18T株によって,生薬女葉中に含まれる配糖体が加水分解された結果,活性物質へと変換され,活性物質本体の量が増加したと結論付けられる。すなわち,植物乳酸菌Lb.plantarumSN13Tによる生薬の発酵は,生薬中の活性物質を生成する有用な方法であることが示唆された。

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参考文献

1. Atanasov, A.G.; Waltenberger, B.; Pferschy-Wenzig, E.M.; Linder, T.; Wawrosch, C.; Uhrin, P.; Temml, V.; Wang, L.; Schwaiger, S.; Heiss, E.H.; Rollinger, J.M.; Schuster, D.; Breuss, J.M.; Bochkov, V.; Mihovilovic, M.D.; Kopp, B.; Bauer, R.; Dirsch, V.M.; Stuppner, H. Discovery and resupply of pharmacologically active plant-derived natural products: A review. Biotechnol. Adv. 2015, 33, 1582– 1614.

2. Newman, D.J.; Cragg, G.M. Natural products as sources of new drugs over the 30 Years from 1981 to 2010. J. Nat. Prod. 2012, 75, 311–335.

3. Zhou, J.; Du, G.; Chen, J. Novel fermentation processes for manufacturing plant natural products. Curr. Opin. Biotechnol. 2014, 25, 17–23.

4. Lee, N.K.; Paik, H.D. Bioconversion using lactic acid bacteria: Ginsenosides, gaba, and phenolic compounds. J. Microbiol. Biotechnol. 2017, 27, 869–877.

5. Michlmayr, H.; Kneifel, W. E-Glucosidase activities of lactic acid bacteria: Mechanisms, impact on fermented food and human health. FEMS Microbiol. Lett. 2014, 352, 1–10.

6. Akao, T.; Che, Q.M.; Kobashi, K.; Yang, L.; Hattori, M.; Namba, T. Isolation of a human intestinal anaerobe, Bifidobacterium sp. strain SEN, capable of hydrolyzing sennosides to sennidins. Appl. Environ. Microbiol. 1994, 60, 1041–1043.

7. Hattori, M. Intestinal Bacteria Play a Significant Role in the Medicinal Effects of Kampo Medicines.腸内細菌学雑誌, 2012, 26, 159–169.

8. Yang, L.; Akao, T.; Kobashi, K.; Hattori, M. A sennoside-hydrolyzing beta-glucosidase from Bifidobacterium sp. strain SEN is inducible. Biol Pharm Bull. 1996, 19, 701–704.

9. Yang, L.; Akao, T.; Kobashi, K.; Hattori, M. Purification and characterization of a novel sennosidehydrolyzing beta-glucosidase from Bifidobacterium sp. strain SEN, a human intestinal anaerobe. Biol Pharm Bull. 1996, 19, 705–709.

10. Di Cagno, R.; Mazzacane, F.; Rizzello, C.G.; Vincentini, O.; Silano, M.; Giuliani, G.; De Angelis, M.; Gobbetti, M. Synthesis of isoflavone aglycones and equol in soy milks fermented by food-related lactic acid bacteria and their effect on human intestinal caco-2 cells. J. Agric. Food Chem. 2010, 58, 10338– 10346.

11. Rafii, F. The role of colonic bacteria in the metabolism of the natural isoflavone daidzin to equol. Metabolites 2015, 5, 56–73.

12. Chen, F.; Wen, Q.; Jiang, J.; Li, H.L.; Tan, Y.F.; Li, Y.H.; Zeng, N.K. Could the gut microbiota reconcile the oral bioavailability conundrum of traditional herbs? J. Ethnopharmacol. 2016, 179, 253–264.

13. Amaretti, A.; Raimondi, S.; Leonardi, A.; Quartieri, A.; Rossi, M. Hydrolysis of the rutinose-conjugates flavonoids rutin and hesperidin by the gut microbiota and bifidobacteria. Nutrients, 2015, 7, 2788–2800.

14. Tsuchihashi, R.; Kodera, M.; Sakamoto, S.; Nakajima, Y.; Yamazaki, T.; Niiho, Y.; Nohara, T.; Kinjo, J. Microbial transformation and bioactivation of isoflavones from Pueraria flowers by human intestinal bacterial strains. J. Nat. Med. 2009, 63, 254–260.

15. Cheng, J.R.; Liu, X.M.; Chen, Z.Y.; Zhang, Y.S.; Zhang, Y.H. Mulberry anthocyanin biotransformation by intestinal probiotics. Food Chem. 2016, 213, 721–727.

16. Tan, J.S.; Yeo, C.R.; Popovich, D.G. Fermentation of protopanaxadiol type ginsenosides (PD) with probiotic Bifidobacterium lactis and Lactobacillus rhamnosus. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2017, 101, 5427–5437.

17. Seong, J.S.; Xuan, S.H.; Park, S.H.; Lee, K.S.; Park, Y.M.; Park, S.N. Antioxidative and antiaging activities and component analysis of Lespedeza cuneata G. Don extracts fermented with Lactobacillus pentosus. J. Microbiol. Biotechnol. 2017, 27, 1961–1970.

18. Sheih, I.C.; Fang, T.J.; Wu, T.K.; Chang, C.H.; Chen, R.Y. Purification and properties of a novel phenolic antioxidant from radix astragali fermented by Aspergillus oryzae M29. J. Agric. Food Chem. 2011, 59, 6520–6525.

19. Noda, M.; Danshiitsoodol, N.; Inoue, Y.; Okamoto, T.; Sultana, N.; Sugiyama, M. Antibiotic susceptibility of plant-derived lactic acid bacteria conferring health benefits to human. J. Antibiot. (Tokyo). 2019, 72, 834–842.

20. Noda, M.; Shiraga, M.; Kumagai, T.; Danshiitsoodol, N.; Sugiyama, M. Characterization of the SN35N strain-specific exopolysaccharide encoded in the whole circular genome of a plant-derived Lactobacillus plantarum. Biol Pharm Bull. 2018, 41, 536–545.

21. Yasutake, T.; Kumagai, T.; Inoue, A.; Kobayashi, K.; Noda, M.; Orikawa, A.; Matoba, Y.; Sugiyama, M. Characterization of the LP28 strain-specific exopolysaccharide biosynthetic gene cluster found in the whole circular genome of Pediococcus pentosaceus. Biochem. Biophys. Rep. 2016, 5, 266–271.

22. Chavez-Tapia, N.C.; Rosso, N.; Tiribelli, C. Effect of intracellular lipid accumulation in a new model of non-alcoholic fatty liver disease. BMC Gastroenterol. 2012, 12, 20. doi: 10.1186/1471-230X-12-20.

23. Catrysse, L.; van Loo, G. Inflammation and the Metabolic Syndrome. The Tissue-Specific Functions of NF-NB. Trends Cell Biol. 2017, 27, 417–429.

24. Kim, C.S.; Park, H.S.; Kawada, T.; Kim, J.H.; Lim, D.; Hubbard, NE.; Kwon, B.S.; Erickson, KL.; Yu, R. Circulating levels of MCP-1 and IL-8 are elevated in human obese subjects and associated with obesity-related parameters. Int. J. Obes. 2006, 30, 1347–1355.

25. Hill, D.B.; Marsano, L.S.; McClain, C.J. Increased plasma interleukin-8 concentrations in alcoholic hepatitis. Hepatology 1993, 18, 576–580.

26. Gao, B.; Tsukamoto, H. Inflammation in alcoholic and nonalcoholic fatty liver disease: friend or foe? Gastroenterology 2016, 150, 1704–1709.

27. Chang, B.; Xu, M.J.; Zhou, Z.; Cai, Y.; Li, Man.; Wang, W.; Feng, D.; Bertola, A.; Wang, H.; Kunos, G.; Gao, B. Short- or long-term high-fat diet feeding plus acute ethanol binge synergistically induce acute liver injury in mice: An important role for CXCL1. Hepatology 2015, 62, 1070–1085.

28. Bertola, A.; Park, O.; Gao, B. Chronic plus binge ethanol feeding synergistically induces neutrophil infiltration and liver injury in mice: A critical role for E-selectin. Hepatology 2013, 58, 1814–1823.

29. Davidson, B.E.; Kordias, N.; Dobos, M.; Hillier, A.J. Genomic organization of lactic acid bacteria. Antonie Van Leeuwenhoek. 1996, 70, 161–183.

30. Min, S.W.; Kim, N.J.; Baek, N.I.; Kim, D.H. Inhibitory effect of eupatilin and jaceosidin isolated from Artemisia princeps on carrageenan-induced inflammation in mice. J. Ethnopharmacol. 2009, 125, 497– 500.

31. Kim, M.J.; Han, J.-M.; Jin, Y.-Y.; Baek, N.-I.; Bang, M.-H.; Chung, H.-G.; Choi, M.-S.; Lee, K.-T.; Sok, D.-E.; Jeong, T.-S. In vitro antioxidant and anti-inflammatory activities of jaceosidin from Artemisia princeps Pampanini cv. Sajabal. Arch. Pharm. Res. 2008, 31, 429–437.

32. Lee, S.G.; Lee, H.; Nam, T.G.; Eom, S.H.; Heo, H.J.; Lee, C.Y.; Kim, D.-O. Neuroprotective Effect of Caffeoylquinic Acids from Artemisia princeps Pampanini against Oxidative Stress-Induced Toxicity in PC-12 Cells. J. Food Sci. 2011, 76, 250–256.

33. Chadwick, M.; Trewin, H.; Gawthrop, F.; Wagstaff, C. Sesquiterpenoids lactones: Benefits to plants and people. Int. J. Mol. Sci. 2013, 14, 12780–12805.

34. Ivanescu, B.; Miron, A.; Corciova, A. Sesquiterpene Lactones from Artemisia Genus: Biological Activities and Methods of Analysis. J. Anal. Methods Chem. 2015, doi: 10.1155/2015/247685.

35. Liang, Y.F.; Li, X.; Wang, X.; Zou, M.; Tang, C.; Liang, Y.; Song, S.; Jiao, N. Conversion of simple cyclohexanones into catechols. J. Am. Chem. Soc. 2016, 138, 12271–12277.

36. Zan, K.; Chen, X.Q.; Fu, Q.; Shi, S.P.; Zhou, S.X.; Xiao, M.T.; Tu, P.F. 1, 10-Secoguaianolides from Artemisia anomala (Asteraceae). Biochem. Syst. Ecol. 2010, 38, 431–434.

37. Liu, L.; Dai, W.; Xiang, C.; Chi, J.; Zhang, M. 1,10-Secoguaianolides from Artemisia austroyunnanensis and their anti-inflammatory effects. Molecules 2018, 23, 1–14.

38. Ghantous, A.; Gali-Muhtasib, H.; Vuorela, H.; Saliba, N.A.; Darwiche, N. What made sesquiterpene lactones reach cancer clinical trials? Drug Discov Today. 2010, 15, 668–678.

39. Makiyi, E.F.; Frade, R.F.M.; Lebl, T.; Jaffray, E.G.; Cobb, S.E.; Harvey, A.L.; Slawin, A.M.Z.; Hay, R.T.; Westwood, N.J. Iso-seco-tanapartholides: Isolation, synthesis and biological evaluation. European J. Org. Chem. 2009, 5711–5715.

40. Taniguchi, K.; Karin, M. NF-NB, inflammation, immunity and cancer: Coming of age. Nat. Rev. Immunol. 2018, 18, 309–324.

41. Joshi-Barve, S.; Barve, S.S.; Amancherla, K.; Gobejishvili, L.; Hill, D.; Cave, M.; Hote, P.; McClain, C. Palmitic acid induces production of proinflammatory cytokine interleukin-8 from hepatocytes. Hepatology 2007, 46, 823–830.

42. Chadwick, M.; Trewin, H.; Gawthrop, F.; Wagstaff, C. Sesquiterpenoids Lactones: Benefits to Plants and People. Int. J. Mol. Sci. 2013, 14, 12780–12805.

43. García-Piñeres, A.J.; Castro, V.; Mora, G.; Schmidt, T.J.; Strunck, E.; Pahl, H.L.; Merfort, I. Cysteine 38 in p65/NF-κB Plays a Crucial Role in DNA Binding Inhibition by Sesquiterpene Lactones. J. Biol. Chem. 2001, 276, 39713–39720.

44. García-Piñeres, A.J.; Lindenmeyer, M.T.; Merfort, I. Role of cysteine residues of p65/NF-κB on the inhibition by the sesquiterpene lactone parthenolide and N-ethyl maleimide, and on its transactivating potential. Life Sci. 2004, 75, 841–856.

45. Higuchi, Y.; Kawakami, S.; Hashida, M. Development of Cell-selective Targeting Systems of NFκB Decoy for Inflammation Therapy. YAKUGAKU ZASSHI 2008, 128, 209–218.

46. Pandey, K.B.; Rizvi, S.I. Plant polyphenols as dietary antioxidants in human health and disease. Oxid Med Cell Longev. 2009, 2, 270–278.

47. Fernando, I.P.S.; Nah, J.W.; Jeon, Y.J. Potential anti-inflammatory natural products from marine algae. Environ. Toxicol. Pharmacol. 2016, 48, 22–30.

48. Kazłowska, K.; Hsu, T.; Hou, C.C.; Yang, W.C.; Tsai, G.J. Anti-inflammatory properties of phenolic compounds and crude extract from Porphyra dentata. J. Ethnopharmacol. 2010, 128, 123–130.

49. Heinrich, M.; Robles, M.; West, J.E.; Ortiz De Montellano, B.R.; Rodriguez, E. Ethnopharmacology of Mexican asteraceae (compositae). Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 1998, 38, 539–565.

50. Valdés, L.; Cuervo, A.; Salazar, N.; Ruas-Madiedo, P.; Gueimonde, M.; González, S. The relationship between phenolic compounds from diet and microbiota: impact on human health. Food Funct. 2015, 6, 2424–2439.

51. Cho, S.-H.; Na, Y.-E.; Ahn, Y.-J. Growth-inhibiting effects of seco-tanapartholides identified in Artemisia princeps var. orientalis whole plant on human intestinal bacteria. J. Appl. Microbiol. 2003, 95, 7–12.

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