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Transplantation of rat cranial bone-derived mesenchymal stem cells promotes functional recovery in rats with spinal cord injury

前田 雄洋 広島大学

2022.03.23

概要

脊髄損傷は恒久的な機能障害を引き起こす重症な疾患であるが、効果的な治療方法は確立されていない。近年、間葉系幹細胞(mesenchymal stem cells, MSCs)を用いた細胞移植による再生治療が脊髄損傷に対する新たな治療戦として注目されている。また、MSCsは骨髄や脂肪組織など様々な組織から樹立が可能である一方で、その供給源によって性質が異なることが報告されている。そのため MSCs を用いた移植治療において供給源選択は重要である。我々はすでに、神経堤由来である頭蓋骨から樹立した MSCsは、骨髄や脂肪組織由来の MSCs と比較して、神経栄養因子の発現が高いことを報告(Ootsuka, et al, 2021)、脳梗塞モデルラット対する移植効果を確認している(Abiko, et al, 2018)。そのため、頭蓋骨由来 MSCs は脊髄損傷など他の中枢神経系疾患への応用が期待されるが、脊髄損傷モデルへの移植効果は証明されていない。本研究では、脊髄損傷モデルラットにおけるラット頭蓋骨由来 MSCs (rcMSCs)による急性期移植効果の実証とその作用機序の解明を目的とした。比較対象はラット長管骨由来 MSCs(rbMSCs) とした。rcMSCsと rbMSCs はそれぞれラットの頭蓋骨と脛骨・腓骨骨髄から樹立した。

この reMSCs とrbMSCs を用いて以下の4系統の実験を行った。統計学的解析として、mRNA 発現の比較には Mann-Whitney の U 検定を、脊髄組織の Cavity rate や細胞の生存率の比較には一元配置分散分析を、神経機能回復の比較については繰り返しのある二元配置分散分析を用いた。有意水準 p 値が 0.05 未満を統計的に有意とみなした。

実験①:rcMSCsと rbMSCs の両者において real-time PCR 法を用い神経栄養因子であるBdnf、Gdnf、Ngf、VEGF と抗炎症サイトカインである Tgf-B と Tsg-6 の解析を行った。結果としてはrcMSCsで Bdnf, Ganf, VEGF が有意に高かった。

実験②:脊髄損傷(SCI) モデルラットを作成し、Ctrl 群(1=11:PBs 投与のみ)、rCMSCs群(n-11:roMSCs移植)と roMSCs 群(1-11:rbMSCs 移植)の3群に振り分けた。MSCsの移植は尾静脈から SCI 作成の24 時間後に行い、移植細胞数は 1.0x10°個とした。神経機能回復の評価には行動学的評価として BBB score と inclined plane task scoreを、電気生理学的評価として Motor evoked potential (MEP)を測定し波形の振幅の回復率を計算、それぞれ3群間で比較をおこなった。また移植後 28日目の脳組織を回収し、損傷部位の評価として香髄での空洞形成の程度から、Cavity rate を計算し、3群間で比較を行った。結果として、行動学的評価で、rcMSCs群において Ctrl群、rbMSCs 群に比しBBB score と inclined plane taskscore の有意な改善が見られた。MEP の回復率においても、rcMSCs 群でCtrl 群、rbMSCs 群に比して有意な改善が得られた。脊髄損傷部位の Cavity rate においてもrcMsCs群はCtl 群、IbMSCs 群に比して有意に小さい結果であった。

実験③:SCIモデルラットを作成し実験②同様に、Ctrl 群(1=7)、rcMSCs 群(ロ=6)とrbMSCs群(1-6)の3群を振り分けた。MSCs の移植は尾静脈から SCI 作成の24 時間後に行った。移植後 24 時間後に損傷部の脊髄組織を摘出し、real-time PCR 法を用い Bax/Bcl2 比、Caspase-3、INF-0. や IL-16の解析を行った。結果として、reMSCs 群ではCtl 群と比較してTNF-aやIL-16の発現が有意に低かった。

実験④:rcMSCs とrbMSCs の馴化培地をそれぞれ作成した。酸化ストレスおよび炎症性ストレスに暴露したマウス神経芽細胞腫/ラットグリオーマ細胞(NG108-15) にそれぞれの馴化培地を加えた rcMSC-CM 群とIbMSC-CM 群、通常の増殖培地のみの Ctrl 群をそれぞれ作成し、3群間で生存率を比較した。さらに real-time PCR 法を用い、アポトーシス経路に関与する因子である Bax/Bcl2 比、Caspase-3 やネクロ トーシス経路に関与する因子であるTnfrsfl、TER4、MLKL の解析をおこなった。結果としては炎症ストレス、酸化ストレス暴露双方において、rCMSC-CM 群は Cul 群と比較して生存率は有意に高かった。またroMSC-CM 群は Ctrl 群と比較して、炎症ストレス下では Tnfrsfl、TLR4や MLKLが有意に低く、酸化ストレス下では Bax/Bcl 比や Caspase-3が有意に低かった。

本研究で既知の報告同様に rcMSCs の性質として高い神経栄養因子の発現が確認できた。またSCIに対する rcMSCs の急性期移植効果を、すでに確立されている行動学的評価項目で実証するとともに、我々が近年報告している経時的な MEP 測定の技術(Maeda, et al., 2021)を応用し、電気生理学的にreMSCs移植による神経機能回復効果を実証することができた。raMSCs の脊髄損傷組織への作用機序については実験③、④の結果から、アポトーシス経路やネクロトーシス経路を介した細胞死への抑制的な関与が示唆された。実験①で rcMSCsにおいて高い発現を認めた Bdnf、Ganf、VEGF といった神経栄養因子については、炎症抑制、神経保護作用だけでなく、上記した細胞死経路への抑制作用(Li, et al,2012; Morrice, et al, 2017; Jiang, et al,2019; Montero, et al, 2020)が既に報告されている。急性期移植を行ったrcMSCs はその高い神経栄養因子の発現を介し、急性期脊髄損傷組織において抗炎症・抗細胞死作用を発揮することで、脊髄損傷による組織破壊を抑制し、高い神経機能回復や最終的な脊髄組織における Cavity rate の縮小につながったものと考えた。

rcMSCsは豊富な神経栄養因子を分泌する能力を持ち、SCIモデルラットへの移植にて有効な機能改善効果を示した。このことから頭蓋骨由来 MSCsは脊髄損傷に対する細胞移植において有力な選択肢となり得ることが示唆された。今後はヒト頭蓋骨由来 MSCs を用いた臨床応用が期待される。

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参考文献

1. Muniswami, D. M., Kanthakumar, P., Kanakasabapathy, I. & Tarion, G. Motor recovery afer transplantation of bone marrow mesenchymal stem cells in rat models of spinal cord injury. Ann. Neurosci. 25, 126–140 (2019).

2. Pittenger, M. F. et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. Science 284, 143–147 (1999).

3. Zuk, P. A. et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Mol. Biol. Cell. 13, 4279–4295 (2002).

4. Kisiel, A. H. et al. Isolation, characterization, and in vitro proliferation of canine mesenchymal stem cells derived from bone marrow, adipose tissue, muscle, and periosteum. Am. J. Vet. Res. 73, 1305–1317 (2012).

5. Reich, C. M. et al. Isolation, culture and chondrogenic diferentiation of canine adipose tissue- and bone marrow-derived mesenchymal stem cells: A comparative study. Vet. Res. Commun. 36, 139–148 (2012).

6. Melief, S. M., Jan Zwaginga, J., Fibbe, W. E. & Roelofs, H. Adipose tissue-derived multipotent stromal cells have a higher immunomodulatory capacity than their bone marrow-derived counterparts. Stem Cells Transl. Med. 2, 455–463 (2013).

7. Abiko, M. et al. Rat cranial bone-derived mesenchymal stem cell transplantation promotes functional recovery in ischemic stroke model rats. Stem Cells Dev. 27, 1053–1061 (2018).

8. Oshita, J. et al. Early transplantation of human cranial bone-derived mesenchymal stem cells enhances functional recovery in ischemic stroke model rats. Neurol. Med. Chir. 60, 83–93 (2020).

9. Shinagawa, K. et al. Te characteristics of human cranial bone marrow mesenchymal stem cells. Neurosci. Lett. 606, 161–166 (2015).

10. Yuyo, M. et al. A novel bone-thinning technique for transcranial stimulation motor-evoked potentials in rats. Sci. Rep. 11, 11 (2021).

11. Kjell, J. & Olson, L. Rat models of spinal cord injury: From pathology to potential therapies. Dis. Models Mech. 9, 1125–1137 (2016).

12. Iyer, S., Maybhate, A., Presacco, A. & All, A. H. Multi-limb acquisition of motor evoked potentials and its application in spinal cord injury. J. Neurosci. Met. 193, 210–216 (2010).

13. Redondo-Castro, E., Navarro, X. & García-Alías, G. Longitudinal evaluation of residual cortical and subcortical motor evoked potentials in spinal cord injured rats. J. Neurotrauma 33, 907–916 (2016).

14. Luf, A. R. et al. Transcranial magnetic stimulation in the rat. Exp. Brain Res. 140, 112–121 (2001).

15. Xie, C., Li, X., Fang, L. & Wang, T. Efects of athermal shortwave diathermy treatment on somatosensory evoked potentials and motor evoked potentials in rats with spinal cord injury. Spine 44, E749–E758 (2019).

16. Xing, J., Katayama, Y., Yamamoto, T., Hirayama, T. & Tsubokawa, T. Quantitative evaluation of hemiparesis with corticomyographic motor evoked potential recorded by transcranial magnetic stimulation. J. Neurotrauma 7, 57–64 (1990).

17. Tatsuya, S. et al. Avoidance of cerebral infarction in the territory of perforating arteries using intraoperative motor evoked potential in aneurysm surgery: Current status and limitation. Surg. Cereb. Stroke 42, 347–352 (2014).

18. Tanaka, S., Tashiro, T., Gomi, A., Takanashi, J. & Ujjie, H. Sensitivity and specifcity in transcranial motor-evoked potential monitoring during neurosurgical operations. Surg. Neurol. Int. 2, 111 (2011).

19. Murphy, P. G., Grondin, J., Altares, M. & Richardson, P. M. Induction of interleukin-6 in axotomized sensory neurons. J. Neurosci. 15, 5130–5138 (1995).

20. Gurcan, O. et al. Efect of asiatic acid on the treatment of spinal cord injury: An experimental study in rats. Turk. Neurosurg. 27, 259–264 (2017).

21. Imura, T. et al. Hypoxic preconditioning increases the neuroprotective efects of mesenchymal stem cells in a rat model of spinal cord injury. J. Stem Cell Res. Ter. 7, 1 (2017).

22. Donnelly, D. J. & Popovich, P. G. Infammation and its role in neuroprotection, axonal regeneration and functional recovery afer spinal cord injury. Exp. Neurol. 209, 378–388 (2008).

23. Sharma, H. S. et al. Topical application of TNF-alpha antiserum attenuates spinal cord trauma induced edema formation, microvascular permeability disturbances and cell injury in the rat. Acta Neurochir. Suppl. 86, 407–413 (2003).

24. Degterev, A. et al. Chemical inhibitor of nonapoptotic cell death with therapeutic potential for ischemic brain injury. Nat. Chem. Biol. 1, 112–119 (2005).

25. Lu, J. V., Chen, H. C. & Walsh, C. M. Necroptotic signaling in adaptive and innate immunity. Semin. Cell Dev. Biol. 35, 33–39 (2014).

26. Fan, H. et al. Reactive astrocytes undergo M1 microglia/macrophages-induced necroptosis in spinal cord injury. Mol. Neurodegener. 11, 14 (2016).

27. Albayrak, Ö. et al. Mesenchymal stem cell therapy improves erectile dysfunction in experimental spinal cord injury. Int. J. Impot. Res. 32, 308–316 (2020).

28. Wang, L. et al. Mesenchymal stem cell-derived exosomes reduce A1 astrocytes via downregulation of phosphorylated NFκB P65 subunit in spinal cord injury. Cell Physiol. Biochem. 50, 1535–1559 (2018).

29. Mothe, A. J. & Tator, C. H. Advances in stem cell therapy for spinal cord injury. J. Clin. Invest. 122, 3824–3834 (2012).

30. Orzalli, M. H. & Kagan, J. C. Apoptosis and necroptosis as host defense strategies to prevent viral infection. Trends Cell Biol. 27, 800–809 (2017).

31. Weinlich, R., Oberst, A., Beere, H. M. & Green, D. R. Necroptosis in development, infammation and disease. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 18, 127–136 (2017).

32. Hsu, H., Huang, J., Shu, H. B., Baichwal, V. & Goeddel, D. V. TNF-dependent recruitment of the protein kinase RIP to the TNF receptor-1 signaling complex. Immunity 4, 387–396 (1996).

33. Tornton, C. & Hagberg, H. Role of mitochondria in apoptotic and necroptotic cell death in the developing brain. Clin. Chim. Acta 7, 35–38 (2015).

34. Micheau, O. & Tschopp, J. Induction of TNF receptor I-mediated apoptosis via two sequential signaling complexes. Cell 114, 181–190 (2003).

35. Li, S. J. et al. Te role of TNF-alpha, IL-6, IL-10, and GDNF in neuronal apoptosis in neonatal rat with hypoxic-ischemic encephalopathy. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 18, 905–909 (2014).

36. Morrice, J. R., Gregory-Evans, C. Y. & Shaw, C. A. Necroptosis in amyotrophic lateral sclerosis and other neurological disorders. Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 1863, 347–353 (2017).

37. Chen, S. D., Wu, C. L., Hwang, W. C. & Yang, D. I. More Insight into BDNF against neurodegeneration: Anti-apoptosis, antioxidation, and suppression of autophagy. Int. J. Mol. Sci. 18, 545 (2017).

38. Ying, X. et al. Hyperbaric oxygen therapy reduces apoptosis and dendritic/synaptic degeneration via the BDNF/TrkB signaling pathways in SCI rats. Life Sci. 229, 187–199 (2019).

39. Jiang, Y. L., Liu, W. W., Wang, Y. & Yang, W. Y. MiR-210 suppresses neuronal apoptosis in rats with cerebral infarction through regulating VEGF-notch signaling pathway. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 24, 4971–4918 (2020).

40. Su, R., Su, W. & Jiao, Q. NGF protects neuroblastoma cells against beta-amyloid-induced apoptosis via the Nrf2/HO-1 pathway. FEBS Open Bio 9, 2063–2071 (2019).

41. Montero, M. L. et al. Docosahexaenoic acid protection against palmitic acid-induced lipotoxicity in NGF-diferentiated PC12 cells involves enhancement of autophagy and inhibition of apoptosis and necroptosis. J. Neurochem. 155, 559–576 (2020).

42. Saeidikhoo, S. et al. Efect of Sertoli cell transplantation on reducing neuroinfammation-induced necroptosis and improving motor coordination in the rat model of cerebellar ataxia induced by 3-acetylpyridine. J. Mol. Neurosci. 70, 1153–1163 (2020).

43. Otsuka, T. et al. Comparisons of neurotrophic efects of mesenchymal stem cells derived from diferent tissue on chronic spinal cord injury rats. Stem Cells Dev. 30, 865–875 (2021).

44. Pomies, P. et al. Involvement of the FoxO1/MuRF1/Atrogin-1 signaling pathway in the oxidative stress-induced atrophy of cultured chronic obstructive pulmonary disease myotubes. PLoS ONE 11, e0160092 (2016).

45. Gutierrez-Fernandez, M. et al. Efects of intravenous administration of allogenic bone marrow- and adipose tissue-derived mesenchymal stem cells on functional recovery and brain repair markers in experimental ischemic stroke. Stem Cell Res. Ter. 4, 11 (2013).

46. Mitsuhara, T. et al. Simulated microgravity facilitates cell migration and neuroprotection afer bone marrow stromal cell transplantation in spinal cord injury. Stem Cell Res. Ter. 4, 35 (2013).

47. Basso, D. M., Beattie, M. S. & Bresnahan, J. C. Graded histological and locomotor outcomes afer spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection. Exp. Neurol. 139, 244–256 (1996).

48. Sakai, K. et al. Human dental pulp-derived stem cells promote locomotor recovery afer complete transection of the rat spinal cord by multiple neuro-regenerative mechanisms. J. Clin. Invest. 122, 80–90 (2012).

49. Basso, D. M., Beattie, M. S. & Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open feld testing in rats. J. Neurotrauma 12, 1–21 (1995).

50. Wells, J. E. et al. An adverse role for matrix metalloproteinase 12 afer spinal cord injury in mice. J. Neurosci. 23, 10107–10115 (2003).

51. Rivlin, A. S. & Tator, C. H. Objective clinical assessment of motor function afer experimental spinal cord injury in the rat. J. Neurosurg. 47, 577–581 (1977).

52. Sekine, Y. et al. Te Kelch repeat protein KLHDC10 regulates oxidative stress-induced ASK1 activation by suppressing PP5. Mol. Cell. 48, 692–704 (2012).

53. Neirinckx, V. et al. Adult bone marrow mesenchymal and neural crest stem cells are chemoattractive and accelerate motor recovery in a mouse model of spinal cord injury. Stem Cell Res. Ter. 6, 211 (2015).

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