リケラボ論文検索は、全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索できる論文検索サービスです。

リケラボ 全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索するならリケラボ論文検索大学・研究所にある論文を検索できる

リケラボ 全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索するならリケラボ論文検索大学・研究所にある論文を検索できる

大学・研究所にある論文を検索できる 「The Efficacy of a Scaffold-free Bio 3D Conduit Developed from Autologous Dermal Fibroblasts on Peripheral Nerve Regeneration in a Canine Ulnar Nerve Injury Model: A Preclinical Proof-of-Concept Study」の論文概要。リケラボ論文検索は、全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索できる論文検索サービスです。

コピーが完了しました

URLをコピーしました

論文の公開元へ論文の公開元へ
書き出し

The Efficacy of a Scaffold-free Bio 3D Conduit Developed from Autologous Dermal Fibroblasts on Peripheral Nerve Regeneration in a Canine Ulnar Nerve Injury Model: A Preclinical Proof-of-Concept Study

Mitsuzawa, Sadaki 京都大学 DOI:10.14989/doctor.k23056

2021.03.23

概要

【背景】
 欠損を伴う末梢神経損傷に対する標準的治療は自家神経移植術であるが、神経採取部の犠牲や限られた量の感覚神経しか採取できないという欠点を有する。代替療法として人工材料を用いて神経欠損部を架橋する神経導管が研究されてきた。しかし人工材料からなる神経導管は生体親和性の低さ、異物反応、感染リスクなどを伴うことが問題である。本研究の目的は大動物であるイヌを用いて、自家皮膚線維芽細胞のみからなる神経導管をバイオ 3D プリンターにて作製し、その末梢神経再生効果を評価することである。

【対象と方法】
 ビーグル犬を用い、移植試験の約 8 週間前に鼠径部の皮膚組織を採取し、拡大培養した線維芽細胞を 96 ウェルプレートに播種した。形成された細胞塊を、バイオ 3D プリンターを用いて積層し、三次元構造体(Bio 3D conduit、長さ 8mm、内径5mm)を作製した。ビーグル犬の尺骨神経を前腕レベルで切離して 5mm の神経欠損モデルを作成した。Bio 3D conduit を同部位に挿入し、神経欠損部を縫合架橋した(A 群:n=6)。対照群は健側の正常神経とした(B 群:n=6)。移植後 10 週で pinprick test、電気生理学的評価、肉眼的観察、再生神経断面積評価、小指球筋湿重量測定を行い、再生神経中央部の免疫組織染色、再生神経中央部と遠位部での組織形態学的評価、安全性評価を行った。

【結果】
 pinprick test では両群とも全例で小指指尖部への疼痛刺激に対して反応を認めた。電気生理学的評価では小指球筋における複合筋活動電位は A 群 388±541μV に対し、B 群 5206±1727μV であった。神経伝導速度は A 群 34.6±7.0m/s に対し,B 群 61.2±13.8m/s であった。肉眼所見では A 群全てで連続した再生神経を認め、横断面での再生神経断面積は A 群 3.34±1.33mm2に対して、B 群 2.17±0.31mm2であった。小指球筋湿重量は A 群 0.95±0.14g に対し、B 群 1.12±0.24g であった。再生神経横断面の免疫組織染色では NF-200 陽性軸索と S-100 陽性細胞を認めた。再生神経中央部における組織形態学的評価では、ミエリン鞘の形成を伴う有髄軸索を多数認め、再生神経中央部での有髄軸索数は A 群 7066±3169 に対して、B 群 5744±576 であった。再生神経遠位部での有髄軸索数は A 群 3231±1477 に対して、B 群 5649±647 であった。術後の全身状態や採血結果、剖検臓器には明らかな異常所見を認めなかった。

【考察】
 本研究では今後の臨床試験を見越して大動物を用い、三次元細胞積層技術を利用して自家細胞のみから構成された神経導管を作製、移植し、その効果を評価した。末梢神経損傷後にシュワン細胞が再配列し軸索再生の足場となるが、線維芽細胞は末梢神経再生過程においてこのシュワン細胞を誘導することが報告されている。断裂した神経の近位断端は Bio 3D conduit 内部を通って遠位へと再生、伸長し、感覚神経、運動神経ともに再支配が認められることを確認した。

【結論】
 イヌの尺骨神経欠損モデルにおいて、自家線維芽細胞からなるBio 3D conduitの末梢神経再生に対する有効性を確認した。末梢神経損傷における有用な治療戦略の1つとなり得る。

この論文で使われている画像

参考文献

1. Griffin J, Hogan M, Chhabra B, Deal N. Peripheral nerve repair and reconstruction. J Bone Joint Surg Am. 2013;95(23): 2144–2151.

2. Dahlin L. Techniques of peripheral nerve repair. Scandinavian J Surg. 2008;97(4):310–316.

3. Battiston B, Geuna S, Ferrero M, Tos P. Nerve repair by means of tubulization: literature review and personal clinical experi- ence comparing biological and synthetic conduits for sensory nerve repair. Microsurgery. 2005;25(4):258–267.

4. Mackinnon S, Doolabh V, Novak C, Trulock E. Clinical out- come following nerve allograft transplantation. Plast Reconstr Surg. 2001;107(6):1419–1429.

5. Konofaos P, Halen J. Nerve repair by means of tubulization: past, present, future. J Reconstr Microsurg. 2013;29(3): 149–164.

6. Itoh M, Nakayama K, Noguchi R, Kamohara K, Furukawa K, Uchihashi K, Toda S, Oyama J, Node K, Morita S. Scaffold- free tubular tissues created by a Bio-3D printer undergo remo- deling and endothelialization when implanted in rat aortae. Plos One. 2015;10(9):e0136681.

7. Yurie H, Ikeguchi R, Aoyama T, Kaizawa Y, Tajino J, Ohta S, Oda H, Takeuchi H, Akieda S, Nakayama K, Matsuda S, et al. The efficacy of a scaffold-free Bio 3D conduit devel- oped from human fibroblasts on peripheral nerve regenera- tion in a rat sciatic nerve model. Plos One. 2017;12(2): e0171448.

8. Kakinoki R, Nishijima N, Ueba Y, Oka M, Yamamuro T. Relationship between axonal regeneration and vascularity in tubulation an experimental study in rats. Neurosci Res. 1995; 23(1):35–45.

9. Kaizawa Y, Kakinoki R, Ikeguchi R, Ohta S, Noguchi T, Takeuchi H, Oda H, Yurie H, Matsuda S. A nerve conduit containing a vascular bundle and implanted with bone marrow stromal cells and decellularized allogenic nerve matrix. Cell Transplant. 2017;26(2):215–228.

10. Yamakawa T, Kakinoki R, Ikeguchi R, Nakayama K, Mori- moto Y, Nakamura T. Nerve regeneration promoted in a tube with vascularity containing bone marrow-derived cells. Cell Transplant. 2007;16(8):811–822.

11. Nakamura T, Inada Y, Fukuda S, Yoshitani M, Nakada A, Itoi S, Kanemaru S, Endo K, Shimizu Y. Experimental study on the regeneration of peripheral nerve gaps through a polyglycolic acid–collagen (PGA–collagen) tube. Brain Res. 2004; 1027(1–2):18–29.

12. Hsu S, Lu P, Ni H, Su C. Fabrication and evaluation of micro- grooved polymers as peripheral nerve conduits. Biomed Microdevices. 2007;9(5):665–674.

13. Gamez E, Goto Y, Nagata K, Iwaki T, Sasaki T, Matsuda T. Photofabricated gelatin-based nerve conduits: nerve tissue regeneration potentials. Cell Transplant. 2004;13(5): 549–564.

14. Hsieh S, Chang C, Cheng W, Tseng T, Hsu S. Effect of an epineurial-like biohybrid nerve conduit on nerve regeneration. Cell Transplant. 2016;25(3):559–574.

15. Yao M, Zhou Y, Xue C, Ren H, Wang S, Zhu H, Gu X, Gu X, Gu J. Repair of rat sciatic nerve defects by using allogeneic bone marrow mononuclear cells combined with chitosan/silk fibroin scaffold. Cell Transplant. 2016;25(5):983–993.

16. Santiago L, Alvarez J, Brayfield C, Rubin J, Marra K. Delivery of adipose-derived precursor cells for peripheral nerve repair. Cell Transplant. 2009;18(2):145–158.

17. Yamamoto T, Osako Y, Ito M, Murakami M, Hayashi Y, Hor- ibe H, Iohara K, Takeuchi N, Okui N, Hirata H, Nakayama H, et al. Trophic effects of dental pulp stem cells on schwann cells in peripheral nerve regeneration. Cell Transplant. 2016;25(1): 183–193.

18. Siemionow M, Duggan W, Brzezicki G, Klimczak A, Grykien C, Gatherwright J, Nair D. Peripheral nerve defect repair with epineural tubes supported with bone marrow stromal cells. Ann Plast Surg. 2011;67(1):73–84.

19. Widgerow A, Salibian A, Kohan E, Sartiniferreira T, Afzel H, Tham T, Evans G.“Strategic sequences” in adipose-derived stem cell nerve regeneration. Microsurgery. 2014;34(4): 324–330.

20. Fine E, Decosterd I, PapaloE` o˜zos M, Zum A, Aebischer P.GDNF and NGF released by synthetic guidance channels sup- port sciatic nerve regeneration across a long gap. European J Neurosci. 2002;15(4):589–601.

21. Midha R, Munro C, Dalton P, Tator C, Shoichet M. Growth factor enhancement of peripheral nerve regeneration through a novel synthetic hydrogel tube. J Neurosurg. 2003;99(3): 555–565.

22. Gordon T. The role of neurotrophic factors in nerve regenera- tion. Neurosurg Focus. 2009;26(2):E3.

23. Lee A, Yu V, Lowe J, Brenner M, Hunter D, Mackinnon S, Sakiyama-Elbert S. Controlled release of nerve growth factor enhances sciatic nerve regeneration. Exp Neurology. 2003; 184(1):295–303.

24. Tang S, Liao X, Shi B, Qu Y, Huang Z, Lin Q, Guo X, Pei F.The effects of controlled release of neurotrophin-3 from PCLA scaffolds on the survival and neuronal differentiation of trans- planted neural stem cells in a rat spinal cord injury model. Plos One. 2014;9(9):e107517.

25. Parrinello S, Napoli I, Ribeiro S, Digby P, Fedorova M, Par- kinson D, Doddrell R, Nakayama M, Adams R, Lloyd A. EphB signaling directs peripheral nerve regeneration through Sox2- dependent Schwann cell sorting. Cell. 2010;143(1):145–155.

26. Thoma E, Merkl C, Heckel T, Haab R, Knoflach F, Nowaczyk C, Flint N, Jagasia R, Zoffmann S, Truong H, Petitjean P, et al. Chemical conversion of human fibroblasts into functional Schwann cells. Stem Cell Reports. 2014;3(4):539–547.

27. Sowa Y, Kishida T, Tomita K, Yamamoto K, Numajiri T, Mazda O. Direct conversion of human fibroblasts into Schwann cells that facilitate regeneration of injured peripheral nerve in vivo. Stem Cells Translational Med. 2017;6(4): 1207–1216.

28. Dai L, Huang G, Hsu S. Sciatic nerve regeneration by cocul- tured Schwann cells and stem cells on microporous nerve con- duits. Cell Transplant. 2013;22(11):2029–2039.

29. Moldovan L, Barnard A, Gil C, Lin Y, Grant M, Yoder M, Prasain N, Moldovan N. iPSC-derived vascular cell spheroids as building blocks for scaffold-free biofabrication. Biotechnol J. 2017;12(12):1700444.

30. Zhao Z, Wang Y, Peng J, Ren Z, Zhang L, Guo Q, Xu W, Lu S. Improvement in nerve regeneration through a decellularized nerve graft by supplementation with bone marrow stromal cells in fibrin. Cell Transplant. 2014;23(1):97–110.

31. Meyer C, Wrobel S, Raimondo S, Rochkind S, Heimann C, Shahar A, Polat O, Geuna S, Grothe C, Talini K. Peripheral nerve regeneration through hydrogel-enriched chitosan con- duits containing engineered Schwann cells for drug delivery. Cell Transplant. 2016;25(1):159–182.

32. Demirbag B, Huri P, Kose G, Buyuksungur A, Hasirci V.Advanced cell therapies with and without scaffolds. Biotech- nol J. 2011;6(12):1437–1453.

33. L’heureux N, Paquet S, Labbe R, Germain L, Auger F. A completely biological tissue-engineered human blood vessel. FASEB J. 1998;12(1):47–56.

34. Luo J, Qin L, Kural M, Schwan J, Li X, Bartulos O, Cong X, Ren Y, Gui L, Li G, Ellis M, et al. Vascular smooth muscle cells derived from inbred swine induced pluripotent stem cells for vascular tissue engineering. Biomaterials. 2017;147: 116–132.

35. Norotte C, Marga F, Niklason L, Forgacs G. Scaffold-free vascular tissue engineering using bioprinting. Biomaterials. 2009;30(30):5910–5917.

36. Kelm J, Lorber V, Snedeker J, Schmidt D, Tenzer A, Weis- stanner M, Odermatt B, Mol A, Zund G, Hoerstrup S. A novel concept for scaffold-free vessel tissue engineering: self-assembly of microtissue building blocks. J Biotechnol. 2010; 148(1):46–55.

37. Moldovan N, Hibino N, Nakayama K. Principles of the Kenzan method for robotic cell spheroid-based three-dimensional bio- printing. Tissue Eng. 2017;23(3):237–244.

38. Grimoldi N, Colleoni F, Tiberio F, Vetrano I, Cappellari A, Costa A, Belicchi M, Razini P, Giordano R, Spagnoli D,Pluderi M, et al. Stem cell salvage of injured peripheral nerve. Cell Transplant. 2015;24(2):213–222.

39. Levi A, Burks S, Anderson K, Dididze M, Khan A, Dietrich D. The use of autologous Schwann cells to sup- plement sciatic nerve repair with a large gap: first in human experience. Cell Transplant. 2016;25(7): 1395–1403.

参考文献をもっと見る