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Proliferin-1 Ameliorates Cardiotoxin-Related Skeletal Muscle Repair in Mice

五藤, 大貴 名古屋大学

2022.07.27

概要

【緒言】
プロリフェリン(proliferin, PLF)は、多くのげっ歯類と霊長類の胎盤由来プロラクチン(prolactin)ファミリーに属するホルモンである。1984 年、Hugher らによって最初にマウスの胎盤でプロリフェリンの発現が報告されて、妊娠における役割が明らかにされてきた。また 1994 年、Jackson らが最初に PLF の内皮細胞機能及び血管新生への関与を報告した。さらに、最近の研究で PLF は転写シグナル伝達活性因子(STAT5A)を介して内皮細胞増殖及び血管新生に関与することが報告されてた。しかし、それ以外の細胞や組織における PLF の発現及びその生理活性や疾患との関連性に関しては不明である。

当グループは、動物実験において血管障害モデルを作成し、PLF が血管障害後に誘導される内膜肥厚形成に大きく関与するのみならず、障害後血中 PLF 値が急激に上昇することを見出した。また培養血管平滑筋細胞においても障害を誘導することにより PLF の著明な発現増加も確認した。さらに、組換え PLF はインスリン様成長因子-2 受容体(IGF-2R)を介さず、主にマンノース-6-リン酸受容体(M6pr)を介して、PI3K/Akt- mTOR 経路を活性化し、平滑筋細胞の増殖を促進することを突き止めた。この障害に伴い発現が亢進する PLF-1 を介した周囲組織の修復は、血管に限らず他の組織での障害後の組織修復にも重要な役割を担っているではないか、との仮説を立て、PLF-1 の骨格筋における組織修復への関与を明らかにすることを計画した。

【目的】
当該研究の目的は PLF-1 の骨格筋障害後の筋再生への役割を明らかにすることである。骨格筋では加齢、廃用、脱神経など様々な障害によりアポトーシスが誘導されることが知られている。老化などによりその再生能が低下すると、修復遅延、さらにはサルコペニアの要因となり得る。今回、我々は PLF-1 が骨格筋での組織修復に関与し、今後サルコペニアなどへの臨床応用につなげ得る課題を検討する。

【方法】
10 週齢の C57BL/6 の左下肢腓腹筋に cardiotoxin(CTX)を 20μM/kg を注射し、骨格筋障害モデルマウスを作成した。障害後 3、14 日目にサンプリングを行い、ヘマトキシリン・エオジン染色(HE 染色)や Masson trichrome 染色にて組織学的評価を行った。また PCR、血清 ELISA、Western Blotting、FACS にて生化学的評価を行った。(Figure1)障害後 7、 14 日目に握力計・小動物用トレッドミルを使用し、握力および垂直方向への仕事量を測定し、運動機能の変化を評価した。

次に、CTX による障害後-1、1、3、5、7 日目にそれぞれ組換え PLF-1(rPLF-1 150μg/kg)、 PLF-1 中和抗体(nPLF-1 450μg/kg)を投与し、コントロール群には生理食塩水を投与し、経時的に運動機能の変化や組織学的、生化学的に比較検討を行った。(Figure2)

また、デスミンとラミニン-5 の二重免疫染色、integrin-α7 および CD34 の二重免疫蛍光染色を行い、二重陽性(double positive)骨格筋幹細胞の細胞数を測定し、PLF-1 の筋幹細胞ホーミングへの効果を評価した。損傷部位での細胞増殖の評価を行うために
PCNA 染色も行った。

FACS 解析では末梢血および骨髄における筋幹細胞(integrin-α7/CD34 二重陽性)数の定量データを比較し、PLF-1 の骨髄細胞の産生と動員に対する効果を評価した。また、骨髄における PLF-1 の筋幹細胞増殖への影響を評価するために骨髄培養実験を行った。マグネット方を用いて integrin-α7 で骨髄筋幹細胞を採集し、増殖中の細胞に反応する ki67 で二重免疫蛍光染色を行った。

細胞実験では C2C12 筋芽細胞を使用し、rPLF-1 の細胞増殖能への影響を評価し、次に nPLF-1 を投与もしくは M6pr のサイレイシング(siRNA)によって、それぞれの増殖シグナルへの影響や細胞増殖能、細胞遊走能・細胞浸潤能への影響を評価した。

【結果】
CTX 投与群ではコントロール群に比較し、筋肉障害後 3 日目のサンプルでは肉眼的に浮腫や出血が認められ、組織 HE 染色では損傷部間質にリンパ球の浸潤が認められ、 14 日目の標本では中心核を有する再生筋が認められた。握力に関しては障害後 14 日目で、CTX 群で有意に低下し、仕事量に関しては障害後 7 日目および 14 日目で、それぞれ有意に仕事量の減少を認めた。骨格筋サンプルの PCR では、損傷後 1、3、7、 14 日目における PLF-1 の mRNA 発現が増強し、障害後 3 日目でピークを認めた。 C2C12 筋芽細胞、線維芽細胞、および内皮細胞を使用した in vitro の実験では、CTX投与にてそれぞれの細胞で PLF-1mRNA 発現の増加を認めた。特に、C2C12 筋芽細胞において、最も高い PLF-1 発現が観察された。(Figure3)

rPLF-1 投与群ではコントロール群に比較し、CTX 障害後の運動機能の有意な回復を認めた。障害後 3 日目の定量 PCR 解析では、コントロール群に比較して rPLF-1 投与群では、筋衛星細胞・筋芽細胞分化時に発現する Pax7 や MyoD および細胞増殖時に発現する cyclinB1 の著明な mRNA 発現の亢進が観察された。rPLF-1 投与群で血清中の TNF-α、IL-1β の発現抑制、AKT、GSK などのリン酸化の誘導の亢進が確認された。 14 日目の組織学的解析において、rPLF-1 投与群では再生骨格筋の平均サイズの増加と間質の線維化面積の減少を認め骨格筋幹細胞(CD34/integrin-α7)数、PCNA 陽性細胞数とラミニン・デスミン発現の著しい亢進を認めた。(Figure4,5,6,7)14 日目の骨髄ならびに末梢血を利用した FACS 解析では、双方ともに rPLF-1 投与群において骨格筋幹細胞(CD34/integrin-α7)数の増加が認められた。(Figure8)

一方、nPLF-1 投与群ではそれぞれの結果で rPLF-1 投与群の結果と相反する結果が得られた。(Figure9,10,11,12,13)

細胞実験では rPLF-1 投与にて C2C12 細胞の増殖が促進した。また rPLF-1 の容量依存的に各種増殖関連シグナルリン酸化が亢進した。一方、これらの変化は nPLF-1 投与にて抑制された。また、M6pr のサイレイシングを行うことで、rPLF-1 投与によって誘導される細胞増殖、ならびに細胞の遊走性・浸潤性は失われた。さらには nPLF-1 投与同様に、増殖関連シグナルのリン酸化が抑制された。 (Figure14,15,16)

【考察】
今回の研究では、マウスにおいて CTX 起因性の骨格筋障害の際に PLF-1 が産生され、骨格筋の修繕を促すことを見出した。rPLF-1 の補充により、CTX によって誘発される骨格筋の筋線維喪失、間質線維化および炎症性サイトカインの産生が抑制され、増殖関連シグナルの活性化や筋衛星細胞・筋芽細胞の分化・増殖の亢進が確認された。デスミン・ラミニン染色ではこれらの発現亢進が観察され、骨格筋の修復を促進しているものと考えられた。また、rPLF-1 は骨髄筋幹細胞の産生や動員、骨格筋損傷部位へのホーミングも促進していることが示された。一方、PLF-1 の中和抗体(nPLF-1）の投与により、CTX による骨格筋損傷後の骨格筋修復や機能回復を抑制する結果が得られた。

C2C12 を使用した細胞実験では、nPLF-1 投与または M6pr のサイレイシングにより、それぞれ下流の増殖関連シグナル活性化が抑制された。また、細胞機能(増殖能・遊走能・浸潤能)もこれらの処置によって減衰することが確認された。これらの結果は、 PLF-1/M6pr が CTX 損傷に対する筋肉再生作用の重要なメディエーターとして機能することを示唆している。

【結語】
当該研究は、PLF-1 が炎症、細胞増殖、再生を調節することで、障害された骨格筋の修復を促進する可能性を示している。PLF-1 は、サルコぺニアをはじめとする骨格筋喪失や機能不全などの病態への新たな治療戦略として潜在的な可能性を持っていると考えられた。

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参考文献

[1] P. W. Sheard and R. D. Anderson, “Age-related loss of muscle fibres is highly variable amongst mouse skeletal muscles,” Bio- gerontology, vol. 13, no. 2, pp. 157–167, 2012.

[2] S. Schiaffino, K. A. Dyar, S. Ciciliot, B. Blaauw, and M. Sandri, “Mechanisms regulating skeletal muscle growth and atrophy,” The FEBS Journal, vol. 280, no. 17, pp. 4294–4314, 2013.

[3] A. Inoue, X. W. Cheng, Z. Huang et al., “Exercise restores mus- cle stem cell mobilization, regenerative capacity and muscle metabolic alterations via adiponectin/AdipoR1 activation in SAMP10 mice,” Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle, vol. 8, no. 3, pp. 370–385, 2017.

[4] A. M. Sanchez, R. B. Candau, and H. Bernardi, “FoxO tran- scription factors: their roles in the maintenance of skeletal muscle homeostasis,” Cellular and Molecular Life Sciences, vol. 71, no. 9, pp. 1657–1671, 2014.

[5] S. T. Arthur and I. D. Cooley, “The effect of physiological stim- uli on sarcopenia; impact of Notch and Wnt signaling on impaired aged skeletal muscle repair,” International Journal of Biological Sciences, vol. 8, no. 5, pp. 731–760, 2012.

[6] B. C. Yaden, Y. X. Wang, J. M. Wilson et al., “Inhibition of acti- vin A ameliorates skeletal muscle injury and rescues contrac- tile properties by inducing efficient remodeling in female mice,” The American Journal of Pathology, vol. 184, no. 4, pp. 1152–1166, 2014.

[7] N. Liu, B. R. Nelson, S. Bezprozvannaya et al., “Requirement of MEF2A, C, and D for skeletal muscle regeneration,” Proceed- ings of the National Academy of Sciences of the United States of America, vol. 111, no. 11, pp. 4109–4114, 2014.

[8] S. Ogasawara, X. W. Cheng, A. Inoue et al., “Cathepsin K activity controls cardiotoxin-induced skeletal muscle repair in mice,” Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle, vol. 9, no. 1, pp. 160–175, 2018.

[9] J. D. Bernet, J. D. Doles, J. K. Hall, K. Kelly Tanaka, T. A. Carter, and B. B. Olwin, “p38 MAPK signaling underlies a cell- autonomous loss of stem cell self- renewal in skeletal muscle of aged mice,” Nature Medicine, vol. 20, no. 3, pp. 265–271, 2014.

[10] M. T. Tierney, T. Aydogdu, D. Sala et al., “STAT3 signaling controls satellite cell expansion and skeletal muscle repair,” Nature Medicine, vol. 20, no. 10, pp. 1182–1186, 2014.

[11] L. Lukjanenko, M. J. Jung, N. Hegde et al., “Loss of fibronectin from the aged stem cell niche affects the regenerative capacity of skeletal muscle in mice,” Nature Medicine, vol. 22, no. 8, pp. 897–905, 2016.

[12] C. Linard, M. Brachet, B. L’homme et al., “Long-term effective- ness of local BM-MSCs for skeletal muscle regeneration: a proof of concept obtained on a pig model of severe radiation burn,” Stem Cell Research & Therapy, vol. 9, no. 1, p. 299, 2018.

[13] K. Archacka, I. Grabowska, B. Mierzejewski et al., “Hypoxia preconditioned bone marrow-derived mesenchymal stromal/- stem cells enhance myoblast fusion and skeletal muscle regen- eration,” Stem Cell Research & Therapy, vol. 12, no. 1, p. 448, 2021.

[14] R. Squecco, A. Tani, F. Chellini et al., “Bone marrow- mesenchymal stromal cell secretome as conditioned medium relieves experimental skeletal muscle damage induced by ex vivo eccentric contraction,” International Journal of Molec- ular Sciences, vol. 22, no. 7, p. 3645, 2021.

[15] X. Liu, L. Zheng, Y. Zhou, Y. Chen, P. Chen, and W. Xiao, “BMSC transplantation aggravates inflammation, oxidative stress, and fibrosis and impairs skeletal muscle regeneration,” Frontiers in Physiology, vol. 10, p. 87, 2019.

[16] D. R. Lemos, F. Babaeijandaghi, M. Low et al., “Nilotinib reduces muscle fibrosis in chronic muscle injury by promoting TNF- mediated apoptosis of fibro/adipogenic progenitors,” Nature Medicine, vol. 21, no. 7, pp. 786–794, 2015.

[17] B. D. Cosgrove, P. M. Gilbert, E. Porpiglia et al., “Rejuvenation of the muscle stem cell population restores strength to injured aged muscles,” Nature Medicine, vol. 20, no. 3, pp. 255–264, 2014.

[18] B. Benoit, E. Meugnier, M. Castelli et al., “Fibroblast growth factor 19 regulates skeletal muscle mass and ameliorates mus- cle wasting in mice,” Nature Medicine, vol. 23, no. 8, pp. 990– 996, 2017.

[19] E. P. Brass and K. E. Sietsema, “Considerations in the develop- ment of drugs to treat sarcopenia,” Journal of the American Geriatrics Society, vol. 59, no. 3, pp. 530–535, 2011.

[20] M. Brotto and E. L. Abreu, “Sarcopenia: pharmacology of today and tomorrow,” The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics, vol. 343, no. 3, pp. 540–546, 2012.

[21] D. I. Linzer, S. J. Lee, L. Ogren, F. Talamantes, and D. Nathans, “Identification of proliferin mRNA and protein in mouse pla- centa,” Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, vol. 82, no. 13, pp. 4356–4359, 1985.

[22] Y. Fang, P. Lepont, J. T. Fassett et al., “Signaling between the placenta and the uterus involving the mitogen-regulated pro- tein/proliferins,” Endocrinology, vol. 140, no. 11, pp. 5239–5249, 1999.

[23] A. M. Corbacho, G. Martinez De La Escalera, and C. Clapp, “Roles of prolactin and related members of the prolactin/- growth hormone/placental lactogen family in angiogenesis,” The Journal of Endocrinology, vol. 173, no. 2, pp. 219–238, 2002.

[24] J. T. Nelson, N. Rosenzweig, and M. Nilsen-Hamilton, “Characterization of the mitogen-regulated protein (proliferin) receptor,” Endocrinology, vol. 136, no. 1, pp. 283–288, 1995.

[25] H. M. El-Shewy and L. M. Luttrell, “Chapter 24 Insulin‐Like Growth Factor‐2/Mannose‐6 Phosphate Receptors,” Vitamins and Hormones, vol. 80, pp. 667–697, 2009.

[26] D. J. Toft, S. B. Rosenberg, G. Bergers, O. Volpert, and D. I. Linzer, “Reactivation of proliferin gene expression is associ- ated with increased angiogenesis in a cell culture model of fibrosarcoma tumor progression,” Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, vol. 98, no. 23, pp. 13055–13059, 2001.

[27] S. J. Lee and D. Nathans, “Proliferin secreted by cultured cells binds to mannose 6-phosphate receptors.,” The Journal of Bio- logical Chemistry, vol. 263, no. 7, pp. 3521–3527, 1988.

[28] V. Leksa, K. Pfisterer, G. Ondrovicova et al., “Dissecting Man- nose 6-Phosphate-Insulin-like Growth Factor 2 Receptor Complexes That Control Activation and Uptake of Plasmino-gen in Cells∗,” The Journal of Biological Chemistry, vol. 287, no. 27, pp. 22450–22462, 2012.

[29] J. C. Groskopf, L. J. Syu, A. R. Saltiel, and D. I. Linzer, “Prolif- erin induces endothelial cell chemotaxis through a G protein- coupled, mitogen-activated protein kinase-dependent path- way,” Endocrinology, vol. 138, no. 7, pp. 2835–2840, 1997.

[30] D. Jackson, O. V. Volpert, N. Bouck, and D. I. Linzer, “Stimu- lation and inhibition of angiogenesis by placental proliferin and proliferin-related protein,” Science, vol. 266, no. 5190, pp. 1581–1584, 1994.

[31] X. Yang, D. Qiao, K. Meyer, T. Pier, S. Keles, and A. Friedl, “Angiogenesis Induced by Signal Transducer and Activator of Transcription 5A (STAT5A) Is Dependent on Autocrine Activity of Proliferin,” The Journal of Biological Chemistry, vol. 287, no. 9, pp. 6490–6502, 2012.

[32] L. Hu, Z. Huang, H. Ishii et al., “PLF-1 (proliferin-1) modu- lates smooth muscle cell proliferation and development of experimental intimal hyperplasia,” Journal of the American Heart Association, vol. 8, no. 24, article e005886, 2019.

[33] L. Piao, G. Zhao, E. Zhu et al., “Chronic psychological stress accelerates vascular senescence and impairs ischemia- induced neovascularization: the role of dipeptidyl peptidase- 4/glucagon-like peptide-1-adiponectin axis,” Journal of the American Heart Association, vol. 6, no. 10, 2017.

[34] L. Piao, C. Yu, W. Xu et al., “Adiponectin/AdiopR1 signal inactivation contributes to impaired angiogenesis in mice of advanced age,” International Journal of Cardiology, vol. 267, pp. 150–155, 2018.

[35] H. Jiang, X. Wu Cheng, G. P. Shi et al., “Cathepsin K-mediated Notch1 activation contributes to neovascularization in response to hypoxia,” Nature Communications, vol. 5, no. 1, p. 3838, 2014.

[36] X. Meng, L. Piao, H. Wang et al., “Deficiency of cysteinyl cathepsin K suppresses the development of experimental inti- mal hyperplasia in response to chronic stress,” Journal of Hypertension, vol. 38, no. 8, pp. 1514–1524, 2020.

[37] F. Kim, M. Pham, I. Luttrell et al., “Toll-like receptor-4 medi- ates vascular inflammation and insulin resistance in diet- induced obesity,” Circulation Research, vol. 100, no. 11, pp. 1589–1596, 2007.

[38] A. E. Mullick, P. S. Tobias, and L. K. Curtiss, “Modulation of atherosclerosis in mice by Toll-like receptor 2,” The Jour- nal of Clinical Investigation, vol. 115, no. 11, pp. 3149–3156, 2005.

[39] Y. Sun, M. Ishibashi, T. Seimon et al., “Free cholesterol accu- mulation in macrophage membranes activates Toll-like recep- tors and p38 mitogen-activated protein kinase and induces cathepsin K,” Circulation Research, vol. 104, no. 4, pp. 455– 465, 2009.

[40] I. Lahmann, J. Griger, J. S. Chen, Y. Zhang, M. Schuelke, and C. Birchmeier, “Met and Cxcr4 cooperate to protect skeletal muscle stem cells against inflammation-induced damage dur- ing regeneration,” eLife, vol. 10, 2021.

[41] J. Fang, J. Sia, J. Soto et al., “Skeletal muscle regeneration via the chemical induction and expansion of myogenic stem cells in situ or in vitro,” Nature Biomedical Engineering, vol. 5, no. 8, pp. 864–879, 2021.

[42] C. Leung, K. B. A. Murad, A. L. T. Tan et al., “Lgr5 marks adult progenitor cells contributing to skeletal muscle regeneration and sarcoma formation,” Cell Reports, vol. 33, no. 12, article 108535, 2020.

[43] A. Shcherbina, J. Larouche, P. Fraczek et al., “Dissecting murine muscle stem cell aging through regeneration using integrative genomic analysis,” Cell Reports, vol. 32, no. 4, arti- cle 107964, 2020.

[44] Y. Nunez-Alvarez, E. Hurtado, M. Munoz et al., “Loss of HDAC11 accelerates skeletal muscle regeneration in mice,” The FEBS Journal, vol. 288, no. 4, pp. 1201–1223, 2021.

[45] D. A. Wang, Q. Z. Li, and D. M. Jia, “Low-frequency electrical stimulation promotes satellite cell activities to facilitate muscle regeneration at an early phase in a rat model of muscle strain,” BioMed Research International, vol. 2021, Article ID 4218086, 8 pages, 2021.

[46] X. Chen, J. Yuan, G. Xue et al., “Translational control by DHX36 binding to 5’UTR G-quadruplex is essential for mus- cle stem-cell regenerative functions,” Nature Communications, vol. 12, no. 1, p. 5043, 2021.

[47] D. Ratnayake, P. D. Nguyen, F. J. Rossello et al., “Macrophages provide a transient muscle stem cell niche via NAMPT secre- tion,” Nature, vol. 591, no. 7849, pp. 281–287, 2021.

[48] C. S. Fry, J. D. Lee, J. Mula et al., “Inducible depletion of satel- lite cells in adult, sedentary mice impairs muscle regenerative capacity without affecting sarcopenia,” Nature Medicine, vol. 21, no. 1, pp. 76–80, 2015.

[49] A. Cerquone Perpetuini, A. D. Re Cecconi, M. Chiappa et al., “Group I Paks support muscle regeneration and counteract cancer-associated muscle atrophy,” Journal of Cachexia, Sarco- penia and Muscle, vol. 9, no. 4, pp. 727–746, 2018.

[50] K. Kowalski, M. Dos Santos, P. Maire, M. A. Ciemerych, and E. Brzoska, “Induction of bone marrow-derived cells myogenic identity by their interactions with the satellite cell niche,” Stem Cell Research & Therapy, vol. 9, no. 1, p. 258, 2018.

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