リケラボ論文検索は、全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索できる論文検索サービスです。

リケラボ 全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索するならリケラボ論文検索大学・研究所にある論文を検索できる

リケラボ 全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索するならリケラボ論文検索大学・研究所にある論文を検索できる

大学・研究所にある論文を検索できる 「植物RNAウイルスに対する劣性抵抗性遺伝子EXA1ホモログの機能に関する研究」の論文概要。リケラボ論文検索は、全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索できる論文検索サービスです。

コピーが完了しました

URLをコピーしました

論文の公開元へ論文の公開元へ
書き出し

植物RNAウイルスに対する劣性抵抗性遺伝子EXA1ホモログの機能に関する研究

遊佐, 礼 東京大学 DOI:10.15083/0002004256

2022.06.22

概要

植物 RNA ウイルスの感染プロセスは一般的に、初期感染細胞における増殖、原形質連絡を通じた細胞間移行、そして維管束組織を介した全身移行の過程に大分される。植物 RNA ウイルスは自身のゲノムにコードされる数少ない因子を駆使して植物への感染を成立させるが、これらの過程において感染に必須となるのが植物内在性の宿主因子であり、宿主因子を収奪し利用することにより初めて、効率的な感染が可能となる。逆に、これらの宿主因子に変異または欠損が生じた場合、ウイルスの感染は阻害され、ウイルスに対して抵抗性となる。このような宿主因子の欠損あるいは機能喪失による抵抗性は、劣性遺伝することから一般的に「劣性抵抗性」と呼ばれている。ウイルスの感染戦略を理解し、ウイルス抵抗性品種を作出するには、劣性抵抗性の原因となる因子およびその機能を解明し、さらに劣性抵抗性の適用ウイルスならびに適用作物の範囲を解析することが肝要である。

Alphaflexivirus 科 Potexvirus 属ウイルスはプラス 1 本鎖 RNA をゲノムとするひも状ウイルスであり、Potato virus X (PVX)、 Cymbidium mosaic virus (CymMV)、Pepino mosaic virus (PepMV)、Plantago asiatica mosaic virus (PlAMV) など経済的被害が大きいウイルスも含まれる。 近年、 Potexvirus 属ウイルスに対する劣性抵抗性遺伝子 Essential for poteXvirus Accumulation 1 (EXA1) がシロイヌナズナより単離された。EXA1 の欠損により単細胞レベルでの PlAMV の蓄積が著しく阻害されたことから、EXA1 は PlAMV の初期感染細胞における増殖において必須な宿主因子であることが考えられる。この EXA1 を含め、Potexvirus 属ウイルスが感染時に利用する宿主因子は複数報告されているが、これまで劣性抵抗性がどの範囲のウイルスや作物に対して有効であるかを調べた例はない。

本研究では、まず我が国でアジサイに発生した Potexvirus 属ウイルスである Hydrangea ringspot virus (HdRSV) を分離し、その全ゲノム配列解析を行った。次に、HdRSV を含めて種々の Potexvirus 属や近縁の Lolavirus 属を対象として EXA1 を介した劣性抵抗性の適用ウイルスの範囲を調べ、またトマトやイネの EXA1 ホモログの機能を調べた。さらに、トマト EXA1 ホモログ✰発現抑制により、トマトに甚大な被害を生じる PepMV の感染が抑制されることを明らかにした。

1. アジサイに感染する HdRSV の日本分離株の全ゲノム配列解読
HdRSV は Alphaflexivirus 科 Potexvirus 属ウイルスに分類される植物ウイルスで、アジサイ属植物を自然宿主とする。HdRSV のゲノムは単分節プラス一本鎖 RNA であり、3'末端にはポリ A 配列を有する。またゲノム上には 6 つの open reading frame (ORF) が存在し、それぞれ 5'末端側から複製酵素、3 つの移行タンパク質 (triple gene block protein; TGBp 1, 2, 3)、外被タンパク質、そして機能未知の ORF6 がコードされる。HdRSV は北米や欧州に加え、日本においても発生報告があり、これまで欧州分離株の全ゲノム配列は解読されている。本研究では、我が国のモザイク症状を呈するアジサイよりひも状ウイルスを分離し、その全ゲノム配列解読を行った。その結果、配列全体にわたり HdRSV 欧州分離株と高い相同性を示したため、HdRSV日本分離株であると考えられた。

2. EXA1 による劣性抵抗性の適用ウイルス範囲に関する解析
EXA1 による劣性抵抗性の効果範囲を解析するため、Nicotiana benthamaiana において virus induced gene silencing(VIGS)法による EXA1 ホモログ遺伝子の発現抑制を試みた。そこでまず、N. benthamiana の EXA1 ホモログ遺伝子の単離を行った。既報の N. benthamiana ゲノム配列に対する BLAST 検索およびゲノム DNA を供試したサザンブロット解析により、N. benthamiana は 2 つの EXA1 ホモログ遺伝子 NbEXA1a、NbEXA1b をコードすることが明らかとなった。両者は全長塩基配列で 92.8%の高い同一性を示した。次に RT-PCR を行い、これら遺伝子の mRNA 発現解析を行ったところ、得られた産物は全て NbEXA1a 由来であり、 NbEXA1b の発現は確認されなかった。そのため、N. benthamiana においては主に NbEXA1aが機能を保持し、NbEXA1b は偽遺伝子化しているものと考えられた。以降 NbEXA1a と NbEXA1b を総称して NbEXA1 と呼称する。

続いて、VIGS 法による NbEXA1 の遺伝子発現抑制を試みた。apple latent spherical virus (ALSV) ベクターに NbEXA1a と NbEXA1b の両方を標的とする遺伝子断片を導入して VIGS を誘導し、NbEXA1 を発現抑制した N. benthamiana 個体を得た。NbEXA1 発現抑制個体において GFP を発現する PlAMV-GFP と PVX-GFP をアグロインフィルトレーション法により接種したところ、GFP 蛍光が弱まり、ウイルス RNA 蓄積量も有意に低下した。さらに、ゲノム複製のみを行う PlAMV 由来のレプリコン 53U-RdRp を導入したところ、NbEXA1 発現抑制個体では 53U-RdRp の RNA 蓄積量も減少した。これらの結果から、N. benthamiana においても NbEXA1 の発現抑制により PlAMV に対して劣性抵抗性を示すことが明らかになった。

そこで、この実験系を利用して NbEXA1 の発現抑制により、種々の Potexvirus 属や近縁の Lolavirus 属ウイルスの感染が阻害されるかどうかを調べた。NbEXA1 発現抑制個体にアグロインフィルトレーション法もしくは機械接種によりそれらウイルスを感染させ、定量 RT-PCR によって接種葉におけるウイルス RNA の蓄積量を解析した。その結果、解析を行ったウイルスのうち、Potexvirus 属ウイルスの Alternanthera mosaic virus (AltMV)、CymMV、HdRSV、PepMV、 White clover mosaic virus (WClMV) の他に、Potexvirus 属に近縁な Lolavirus 属ウイルスである Lolium latent virus (LoLV) の感染が抑制された一方で、これら以外の属のウイルスの感染は抑制されなかった。このことから、NbEXA1 による劣性抵抗性は Potexvirus 属および Lolavirus属ウイルスに対して効果があることが明らかになった。

3. トマトならびにイネの EXA1 ホモログの機能に関する解析
N. benthamiana における VIGS 系を利用し、イネおよびトマトがそれぞれコードする EXA1 ホモログ OsEXA1 および SlEXA1 の機能を調べた。NbEXA1 発現抑制個体において、OsEXA1 または SlEXA1 と、PlAMV-GFP または PVX-GFP をアグロインフィルトレーション法により共 発現させたところ、ポジティブコントロールの NbEXA1 と同程度にウイルス感染が促進された。これらの結果から、OsEXA1、SlEXA1 はウイルス感染において NbEXA1 と同様の機能を有することが示唆された。

続いて、トマトを用いて SlEXA1 の機能を解析した。すなわち、tobacco rattle virus ベクターを利用した VIGS により SlEXA1 を発現抑制したトマト個体を作出した。SlEXA1 発現抑制トマトに PepMV を接種し、接種葉より抽出した RNA を供試して定量 RT-PCR を行った結果、 PepMV の感染が抑制された。その結果、トマトにおいても SlEXA1 の発現抑制により PepMVに対して劣性抵抗性を示すことが示唆された。

最後に、EXA1 ホモログ遺伝子がコードされる植物種について包括的に調べるため、ゲノムデータベースに対して BLAST 検索を行った。その結果、39 種の植物種から計 51 の EXA1 ホモログ遺伝子が見出された。これらは全て、NbEXA1a や AtEXA1 に見られる eIF4E 結合モチーフおよび GYF ドメインを有しており、広範な植物種が EXA1 ホモログ遺伝子をコードすることが明らかとなった。また、収集した全ての遺伝子のアミノ酸配列を用いて系統解析を行った結果、単子葉植物由来の EXA1 ホモログから構成されるクレードと双子葉植物由来の EXA1ホモログから構成されるクレードは互いに独立していた。このことから、EXA1 ホモログ遺伝子は、単子葉植物と双子葉植物の共通祖先がコードする EXA1 様遺伝子に端を発すると考えられた。

本研究により、我が国で発生した Potexvirus 属ウイルスの 1 種であるHdRSV を分離し、EXA1による劣性抵抗性がHdRSV を含む Potexvirus 属ウイルスと Lolavirus 属ウイルスに対して効果があることを示した。さらに、EXA1 ホモログ遺伝子が広範な植物において保存され、トマトとイネの EXA1 ホモログがウイルス感染促進能を持つこと、トマトにおいても EXA1 ホモログの発現抑制により Potexvirus 属ウイルスに対して劣性抵抗性を示すことを明らかにした。本研究の成果を応用することにより、EXA1 をターゲットした新たな植物ウイルス抵抗性品種の作出戦略の開発に貢献できると考える。

参考文献

Adams, M., Candresse, T., Hammond, J., Kreuze, J., Martelli, G., Namba, S., Pearson, M., Ryu, K., Vaira, A. 2012. Family Alphaflexiviridae, pp 904–919. In King, A. M. Q., Adams, M. J., Carstens, E. B., Lefkowitz, E. J. (ed), Virus taxonomy: ninth report of the International Committee on Taxonomy of Viruses. Elsevier Academic, London, UK.

An G. 1995. Binary Ti plasmid vectors. Methods Mol. Biol. 44: 47-58.

Bastet, A., Lederer, B., Giovinazzo, N., Arnoux, X., German-Retana, S., Reinbold, C., Brault, V., Garcia, D., Djennane, S., Gersch, S., Lemaire, O., Robaglia, C., Gallois, J. L. 2018. Trans-species synthetic gene design allows resistance pyramiding and broad-spectrum engineering of virus resistance in plants. Plant Biotech. J., 16, 1569–1581.

Bombarely, A. Rosli, H. G., Vrebalov, J., Moffett, P., Mueller, L. A., Martin, G. B. 2012. A draft genome sequence of Nicotiana benthamiana to enhance molecular plant-microbe biology research. Mol. Plant-Microbe Interact., 25, 1523–1530.

Chandrasekaran, J. Brumin, M., Wolf, D., Leibman, D., Klap, C., Pearlsman, M., Sherman, A., Arazi, T., Gal-On, A. 2016. Development of broad virus resistance in non-transgenic cucumber using CRISPR/Cas9 technology. Mol. Plant Pathol., 17, 1140-1153.

Chen, I.-H., Chiu, M.-H., Cheng, S.-F., Hsu, Y.-H., Tsai, C.-H. 2013. The glutathione transferase of Nicotiana benthamiana NbGSTU4 plays a role in regulating the early replication of Bamboo mosaic virus. New Phytol., 199, 749–757.

D’Hont, A. Denoeud, F., Aury, J.-M., Baurens, F.-C., Carreel, F., Garsmeur, O., Noel, B., Bocs, S., Droc, G., Rouard, M., Silva, D. C., Jabbari, K., Cardi, C., Poulain, J., Souquet, M., Labadie, K., Jourda, C., Lengellé, J., Rodier-Goud, M., Alberti, A., Bernard, M., Correa, M., Ayyampalayam, S., Mckain, M. R., Leebens-Mack, J., Burgess, D., Freeling, M., Mbéguié-A-Mbéguié, D., Chabannes, M., Wicker, T., Panaud, O., Barbosa, J., Hribova, E., Heslop-Harrison, P., Habas, R., Rivallan, R., Francois, P., Poiron, C., Kilian, A., Burthia, D., Jenny, C., Bakry, F., Brown, S., Guignon, V, Kema, G, Dita, M., Waalwijk, C., Joseph, S., Dievart, A., Jaillon, O., Leclercq, J., Argout, X., Lyons, E., Almeida, A., Jeridi, M., Dolezel, J., Roux, N., Risterucci, A.-M., Weissenbach, J., Ruiz, M., Glaszmann, J.-C., Quétier, F., Yahiaoui, N., Wincker, P. 2012. The banana (Musa acuminata) genome and the evolution of monocotyledonous plants. Nature, 488, 213–217.

Earley, K. W., Haag, J. R., Pontes, O., Opper, K., Juehne, T., Song, K., Pikaard, C. S. 2006. Gateway-compatible vectors for plant functional genomics and proteomics. Plant J., 45, 616–629.

European and Mediterranean Plant Protection Organization (EPPO). 2011. EPPO Global Database (available online). https://gd.eppo.int/reporting/article-199.

Goodstein, D. M., Shu, S., Howson, R., Neupane, R., Hayes, R. D., Fazo, J., Mitros, T., Dirks, W., Hellsten, U., Putnam, N., Rokhsar, D. S. 2012. Phytozome: A comparative platform for green plant genomics. Nucleic Acids Res., 40, 1178–1186.

Hanssen, I. M., Thomma, B. P. H. J. 2010. Pepino mosaic virus: A successful pathogen that rapidly evolved from emerging to endemic in tomato crops. Mol. Plant Pathol., 11, 179–189.

Hashimoto, M., Neriya, Y., Yamaji, Y., Namba, S. 2016a. Recessive resistance to plant viruses: potential resistance genes beyond translation initiation factors. Front. Microbiol., 7, 1695.

Hashimoto, M., Neriya, Y., Keima, T., Iwabuchi, N., Koinuma, H., Hagiwara-Komoda, Y., Ishikawa, K., Himeno, M., Maejima, K., Yamaji, Y., Namba, S. 2016b. EXA1, a GYF domain protein, is responsible for loss-of-susceptibility to plantago asiatica mosaic virus in Arabidopsis thaliana. Plant J., 88, 120-131.

Himeno, M., Neriya, Y., Yamaji, Y., Namba, S. 2010. Significantly low level of small RNA accumulation derived from an encapsidated mycovirus with dsRNA genome. Virology, 396, 69–75.

Huang, Y. W., Hu, C. C., Liou, M. R., Chang, B. Y., Tsai, C. H., Meng, M., Lin, N. S., Hsu, Y. H. 2012. Hsp90 interacts specifically with viral RNA and differentially regulates replication initiation of Bamboo mosaic virus and associated satellite RNA. PLoS Pathog., 8, e1002726.

Hyodo, K., Okuno, T. 2014. Host factors used by positive-strand RNA plant viruses for genome replication. J. Gen. Plant Pathol., 80, 123–135.

Ido, Y., Nakahara, K. S., Uyeda, I. 2012. White clover mosaic virus-induced gene silencing in pea. J. Gen. Plant Pathol., 78, 127–132.

Ishibashi, K., Ishikawa, M. 2016. Replication of tobamovirus RNA. Annu. Rev. Phytopathol., 54, 55–78.

Iwabuchi, N., Yoshida, T., Yusa, A., Nishida, S., Tanno, K., Keima, T., Nijo, T., Yamaji, Y., Namba, S. 2016. Complete genome sequence of Alternanthera mosaic virus, isolated from Achyranthes bidentata in Asia. Genome Announc., 4, e00020–16.

Jiang, C.-Z., Lu, F., Imsabai, W., Meir S., Reid, M. S. 2008. Silencing polygalacturonase expression inhibits tomato petiole abscission. J. Exp. Bot., 59, 973-979.

Kang, B.-C., Yeam, I., Jahn, M. M. 2005. Genetics of plant virus resistance. Annu. Rev. Phytopathol., 43, 581–621.

Keima, T. Hagiwara-Komoda, Y., Hashimoto, M., Neriya, Y., Koinuma, H., Iwabuchi, N., Nishida, S., Yamaji Y., Namba, S. 2017. Deficiency of the eIF4E isoform nCBP limits the cell-to-cell movement of a plant RNA virus that encodes triple gene block proteins in Arabidopsis thaliana. Sci. Rep., 7, 39678.

Kervestin, S., Jacobson A. 2012. NMD: a multifaceted response to premature translational termination. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 13, 700-712.

Kitazawa, Y., Iwabuchi, N., Himeno, M., Sasano, M., Koinuma, H., Nijo, T., Tomomitsu, T., Yoshida, T., Okano, Y., Yoshikawa, N., Maejima, K., Oshima, K., Namba, S. 2017. Phytoplasma-conserved phyllogen proteins induce phyllody across the Plantae by degrading floral MADS domain proteins. J. Exp. Bot., 68, 2799-2811.

Kofler, M. M., Freund, C. 2006. The GYF domain. FEBS J., 273, 245–256.

Komatsu, K., Hashimoto, M., Maejima, K., Shiraishi, T., Neriya, Y., Miura, C., Minato, N., Okano, Y., Sugawara, K., Yamaji, Y., Namba, S. 2011. A necrosis-inducing elicitor domain encoded by both symptomatic and asymptomatic Plantago asiatica mosaic virus isolates, whose expression is modulated by virus replication. Mol. Plant-Microbe Interact., 24, 408– 420.

Komatsu, K., Hashimoto, M., Ozeki, J., Yamaji, Y., Maejima, K., Senshu, H., Himeno, M., Okano, Y., Kagiwada, S., Namba, S. 2010. Viral-induced systemic necrosis in plants involves both programmed cell death and the inhibition of viral multiplication, which are regulated by independent pathways. Mol. Plant-Microbe Interact., 23, 283–293.

Kushner, D. B., Lindenbach, B. D., Grdzelishvili, V. Z., Noueiry, A. O., Paul, S. M., Ahlquist, P. 2003. Systematic, genome-wide identification of host genes affecting replication of a positive-strand RNA virus. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 100, 15764–15769.

Lee, C.-C. Lin, T.-L., Lin, J.-W., Han, Y.-T., Huang, Y.-T., Hsu, Y.-H., Meng, M. 2016. Promotion of Bamboo mosaic virus accumulation in Nicotiana benthamiana by 5′→3′ exonuclease NbXRN4. Front. Microbiol., 6, 1–15.

Li, C., Sasaki, N., Isogai, M., Yoshikawa, N. 2004. Stable expression of foreign proteins in herbaceous and apple plants using Apple latent spherical virus RNA2 vectors. Arch. Virol., 149, 1541–1558.

Liu, Y., Schiff, M., Marathe, R., Dinesh-Kumar, S. P. 2002. Tobacco Rar1, EDS1, and NPR1/NIM1 like genes are required for N-mediated resistance to tobacco mosaic virus. Plant J., 30, 415–429.

Mader, S., Lee, H., Pause, A., Sonenberg, N. 1995. The translation initiation factor eIF-4E binds to a common motif shared by the translation factor eIF-4γ and the translational repressors 4E-binding proteins. Mol. Cell. Biol., 15, 4990–4997.

Maejima, K., Himeno, M., Netsu, O., Ishikawa, K., Yoshida, T., Fujita, N., Hashimoto, M., Komatsu, K., Yamaji, Y., Namba, S. 2014. Development of an on-site plum pox virus detection kit based on immunochromatography. J. Gen. Plant Pathol., 80, 176–183.

Matsui, H., Nomura Y., Egusa, M., Hamada, T., Hyon, G.-S., Kaminaka, H., Watanabe, Y., Ueda, T., Trujillo, M., Shirasu, K., Nakagami, H. 2017. The GYF domain protein PSIG1 dampens the induction of cell death during plant-pathogen interactions. PLoS Genet., 13, e1007037.

Minato, N., Komatsu, K., Okano, Y., Maejima, K., Ozeki, J., Senshu, H., Takahashi, S., Yamaji, Y., Namba, S. 2014. Efficient foreign gene expression in planta using a plantago asiatica mosaic virus-based vector achieved by the strong RNA-silencing suppressor activity of TGBp1. Arch. Virol., 159, 885–896.

Nagy, P. D., Pogany, J. 2012. The dependence of viral RNA replication on co-opted host factors. Nat. Rev. Microbiol., 10, 137–149.

Nicaise, V., Gallois, J.-L., Chafiai, F., Allen, L. M., Schurdi-Levraud, V., Browning, K. S., Candresse, T., Caranta, C., Gall, O. L., German-Retana, S. 2007. Coordinated and selective recruitment of eIF4E and eIF4G factors for potyvirus infection in Arabidopsis thaliana. FEBS Lett., 581, 1041–1046.

Obata, T., Yamamoto, Y. 1968. Hydrangea ringspot virus detected from imported Dutch hydrangea. Res. Bull. Plant Protect. Serv. Jpn., 6, 13–18. (In Japanese with English summary.)

Ouibrahim, L., Mazier, M., Estevan, J., Pagny, G., Decroocq, V., Desbiez, C., Moretti, A., Gallois, J.-L., Caranta, C. 2014. Cloning of the Arabidopsis rwm1 gene for resistance to Watermelon mosaic virus points to a new function for natural virus resistance genes. Plant J., 79, 705–716.

Paudel, D. B., Sanfaçon, H. 2018. Exploring the diversity of mechanisms associated with plant tolerance to virus infection. Front. Plant Sci., 9, 1575.

Pyott, D. E., Sheehan, E., Molnar, A. 2016. Engineering of CRISPR/Cas9-mediated potyvirus resistance in transgene-free Arabidopsis plants. Mol. Plant Pathol., 17, 1276-1288.

Reinbold, C., Lacombe, S., Ziegler-Graff, V., Scheidecker, D., Wiss, L., Beuve, M., Caranta, C., Brault, V. 2013. Closely related poleroviruses depend on distinct translation initiation factors to infect Arabidopsis thaliana. Mol. Plant-Microbe Interact., 26, 257–265.

Revers, F., Nicaise, V. 2014. Plant resistance to infection by viruses, in eLS. John Wiley & Sons Ltd: Chichester. doi: 10.1002/9780470015902.a0000757.pub3.

Robaglia, C., Caranta, C. 2006. Translation initiation factors: a weak link in plant RNA virus infection. Trends Plant Sci., 11, 40–45.

Sanfaçon, H. 2015. Plant translation factors and virus resistance. Viruses, 7, 3392–3419.

Sato, M., Nakahara, K., Yoshii, M., Ishikawa, M., Uyeda, I. 2005. Selective involvement of members of the eukaryotic initiation factor 4E family in the infection of Arabidopsis thaliana by potyviruses. FEBS Lett., 579, 1167–1171.

Schmutz, J., Cannon, S. B., Schlueter, J., Ma, J., Mitros, T., Nelson, W., Hyten, D. L., Song, Q., Thelen, J. J., Cheng, J., Xu, D., Hellsten, U., May, G. D., Yu, Y., Sakurai, T., Umezawa, T., Bhattacharyya, M. K., Sandhu, D., Valliyodan, B., Lindquist, E., Peto, M., Grant, D., Shu, S., Goodstein, D., Barry, K., Futrell-Griggs, M., Abernathy, B., Du, J., Tian, Z., Zhu, L., Gill, N., Joshi, T., Libault, M., Sethuraman, A., Zhang, X.-C., Shinozaki, K., Nguyen, H. T., Wing, R. A., Cregan, P., Specht, J., Grimwood, J., Rokhsar, D., Stacey, G., Shoemaker, R. C., Jackson, S. A. 2010. Genome sequence of the palaeopolyploid soybean. Nature, 463, 178– 183.

Senshu, H., Ozeki, J., Komatsu, K., Hashimoto, M., Hatada, K., Aoyama, M., Kagiwada, S., Yamaji, Y., Namba, S. 2009. Variability in the level of RNA silencing suppression caused by triple gene block protein 1 (TGBp1) from various potexviruses during infection. J. Gen. Virol., 90, 1014–1024.

Vaira, A. M., Maroon-Lango, C. J., Hammond, J. 2008. Molecular characterization of Lolium latent virus, proposed type member of a new genus in the family Flexiviridae. Arch. Virol., 153, 1263–1270.

Wang, A., Krishnaswamy, S. Eukaryotic translation initiation factor 4E-mediated recessive resistance to plant viruses and its utility in crop improvement. Mol. Plant Pathol., 13, 795– 803.

Wu, Z., Huang, S., Zhang, X., Wu, D., Xia, S. Li, X. 2017. Regulation of plant immune receptor accumulation through translational repression by a glycine-tyrosine-phenylalanine (GYF) domain protein. eLife, 6, e23684.

Yamagishi, N., Sasaki, S., Yamagata, K., Komori, S., Nagase, M., Wada, M., Yamamoto, T., Yoshikawa, N. 2011. Promotion of flowering and reduction of a generation time in apple seedlings by ectopical expression of the Arabidopsis thaliana FT gene using the Apple latent spherical virus vector. Plant Mol. Biol., 75, 193–204.

Yamaji, Y., Kobayashi, T., Hamada, K., Sakurai, K., Yoshii, A., Suzuki, M., Namba, S., Hibi, T. 2006. In vivo interaction between Tobacco mosaic virus RNA-dependent RNA polymerase and host translation elongation factor 1A. Virology, 347, 100–108.

Yusa, A., Iwabuchi, N., Koinuma, H., Keima, T., Neriya, Y., Hashimoto, M., Maejima, K. Yamaji, Y., Namba, S. 2016. Complete genome sequences of two Hydrangea ringspot virus isolates from Japan. Genome Announc., 4, e00022-16.

Yusa, A., Neriya, Y., Hashimoto, M., Yoshida, T., Fujimoto, Y., Hosoe, N., Keima, T., Tokumaru, K., Maejima, K., Netsu, O., Yamaji, Y., Namba, S. Functional conservation of EXA1 among diverse plant species for the infection by a broad range of plant viruses. Sci. Rep. (under review)

Zettler, F. W., Ko, N.-J., Wisier, G. C., Elliott, M. S., Wong, S.-M. 1990. Orchids and Their Control. Plant Dis., 74, 621–626.

参考文献をもっと見る

全国の大学の
卒論・修論・学位論文

一発検索!

この論文の関連論文を見る