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Endocrinological studies on the estrogenic regulation of follicle stimulating hormone using a model teleost, medaka (Oryzias latipes)

加用, 大地 東京大学 DOI:10.15083/0002004763

2022.06.22

概要

すべての生物は、フィードバック制御の仕組みをあらゆる制御系に取り入れている。それは生命の始まりである受精卵から一つの個体が出来上がり、外部環境の中を生き抜き命尽きるまで、その生命体の維持のために作用し続ける。とりわけ、本研究が対象とする脊椎動物の視床下部・脳下垂体・生殖腺制御系における負のフィードバック調節機構は、親世代の生存に必要なリソースの浪費を防ぎ、生殖機能を正常に維持することなどに役立っており、フィードバック制御の代表例としてその存在は古くから知られている。

脊椎動物の配偶子の形成には、脳下垂体から放出されるゴナドトロピン（濾胞刺激ホルモン（FSH）及び黄体形成ホルモン（LH））が重要な機能を果たしている。近年、真骨魚類を用いたFSH、LHのノックアウト（KO）実験によってこれらゴナドトロピンの脊椎動物に普遍的な役割が知られるようになった。これらゴナドトロピンは、メス個体においては、それぞれ、卵巣の濾胞発育（FSH）または排卵（LH）を促進する。一方、発育した濾胞から血中に放出される性ステロイドホルモン、「エストロジェン」によって自身の産生量はフィードバック調節（エストロジェンフィードバック）を受けている。

近年、魚類でもKO実験が行えるようになって改めて明らかになったように、一般的に、脊椎動物においてFSHは濾胞発育を、LHは排卵をそれぞれ促進する。しかしそれに加えて、哺乳類においてのみ、後期濾胞発育でLHがFSHに取って代わって機能する、という大きな違いもわかってきた。哺乳類では、視床下部のキスペプチン産生ニューロンがエストロジェンフィードバックの標的（エストロジェン受容体（ER）を発現）となってエストロジェンを受容し、GnRHニューロンを介して脳下垂体LHの放出をパルス状に刺激するという独特の神経回路の存在により、LHが後期濾胞発育を制御する（図1下部、Herbison,2016）。このように、哺乳類で想定されている濾胞発育のフィードバック制御は、「キスペプチンニューロンを介したLHパルスの調節経路」という哺乳類以外の脊椎動物では存在しない経路である。したがって、哺乳類以外の脊椎動物にも普遍的な濾胞発育制御のフィードバック調節を理解するにはFSHのフィードバック制御機構を知ることが不可欠である（図1）。

先に述べたとおり、脊椎動物全般に濾胞発育に対する重要性が広く知られるようになったFSHであるが、この制御機構に関する研究は脊椎動物全体を通しても少なく、理解が進んでいないのが現状である。本研究では、濾胞発育を調節するエストロジェンフィードバックにおける、FSH制御機構の解明に向けて、繁殖状態の実験操作が容易で、ゲノム編集技術や各種の生理学的実験手法が適用可能な真骨魚類メダカをモデルとして活用し、解析を行った。

1章FSH制御に寄与するエストロジェン受容体の同定
エストロジェンが作用するにはERの存在が不可欠である。過去の研究より、真骨魚類メダカのFSHm RNA（fshb）発現量は、エストロジェンによって負のフィードバック制御を受けている（抑制されている）ことが示されていることから（Kandaetal.,2011）、この制御にもERが強く関与するものと考えられる。メダカは3種類のERサブタイプ（Esr1、Esr2a、Esr2b）をもつため、本章ではまずどのERがFSH制御に関与するのかについての絞り込みを行った。まずCRISPRCas9システムにより各ERKOメダカを作製し、妊性を確認したところ、esr2a-/-メス個体が不妊となることが明らかになった。続いて脳下垂体fshb発現量を各ERKO個体で比較した結果、esr2a-/-メスにおいて発現量が有意に増加することが明らかになった（図2）。これらの結果から、Esr2aサブタイプがエストロジェンによるfshb発現抑制に関わる可能性が示唆された為、引き続く解析としてesr2a-/-メス個体でみられた不妊が高発現fshbとどのように関わっているのかについて検証した。まずエストロジェンの産生器官である卵巣について、解剖と組織切片による観察を行ったところ、esr2a-/-メス個体は正常な濾胞と排卵後の卵を卵巣内に保持していた。さらに興味深いことに、esr2a-/-メス個体は不妊にもかかわらず、通常のメス個体が見せる一連の性行動を正常に行った。これらの結果から、排卵した卵を体外に出せない可能性を考え、メスメダカの輸卵管組織切片を入念に観察した結果、esr2a-/-メス個体において輸卵管形成不全が起きていることが明らかとなった（図3）。

以上の結果から、Esr2aサブタイプがFSH制御の負のフィードバックに関与する可能性が示唆された。また、esr2a-/-メス個体の不妊の直接的な原因は輸卵管閉鎖によるものであり、esr2a-/-個体はfshb発現のエストロジェンフィードバック制御以外には脳下垂体・卵巣の機能に大きな影響を及ぼしていないことがわかった。これらの結果をうけて、その後の解析ではesr2a-/-メス個体を活用することで、Esr2aサブタイプを介したFSH発現の負のフィードバック制御を解析することとした。

2章エストロジェンフィードバック機構解析モデルの確立
エストロジェンフィードバック機構を解析するにあたり、血中エストロジェン濃度の知見は必須である。しかし、メダカは小型で採血の難易度が高い為か、これらに関する知見が極めて少ないという問題点があった。本章では、まずメダカの生理的な血中エストロジェン（主要なエストロジェンである17β-Estradiol（E2））濃度をELISA法により測定し、卵巣除去手術（OVX）によって内因性E2が除去される時間経過を解析した。そして、複数のE2投与方法を比較し、生理的な血中E2濃度を再現するのに適した方法を検討した（図4）。

メダカの生理的な血中E2濃度は、メス個体において4-13ng/mlの範囲をとり、オス個体では1ng/ml程度であった（図4A）。メダカの生理的血中E2濃度に関する報告は過去に2件の論文があったが、血清中E2濃度では4-20ng/ml（Soyanoetal.,1993）、血漿中E2濃度では363-401ng/ml（Foranetal.,2002）と、その値は大きく食い違うものであった。今回の結果は前者に近いものであり、雌雄含めたメダカ血中E2濃度をより正確に理解する上で重要な知見となった。また、メス個体における内因性E2はOVX手術後24時間以上経過するとオスと同程度まで減少することを示した（図4B）。続いて、前述の結果より、血中E2濃度がメスに比べて十分低いことが示されたオスメダカに対してE2投与を行い、3種類のE2投与方法における血中E2濃度変化を比較した（図4C）。その結果、人工飼料にE2を配合して給餌投与する方法において、一過的な血中E2濃度の上昇と24時間以内での減少が起きており、日内変動しているメスメダカの血中E2濃度の変化を実験的に再現するにあたって優れた手法であることが示された。非常に興味深いことに、いくつかの先行研究で用いられていた環境水中へのE2曝露投与法では、血中E2濃度は環境水E2濃度（処理濃度）よりも圧倒的に高い値を示し、メダカ体内への強い吸着、すなわち生体濃縮が示唆されたほか、投与後24時間が経過しても生理的な血中E2濃度を大きく超えた値を保っており、投与量の調節が極めて難しいことが明らかになった。腹腔内にE2含有シリコンブロックを埋め込む方法においても、水中暴露時とほぼ同様の濃度変化を示した。

一連の解析から、今回比較した3種類のE2投与方法において、給餌投与によるE2処理方法が、メスメダカにおける内因性のE2作用を解析する際に有用な手法であることが明らかになった。

3章FSH産生を調節するエストロジェンフィードバック経路の解析
E2によるFSH産生抑制にEsr2aサブタイプが必要であることを検証するため、2章で検討したE2の給餌投与方法を活用し、esr2a+/-、esr2a-/-メス個体に適用した。その結果、esr2a+/-メス個体ではOVX+E2処理によりfshbの発現が有意に減少したが、esr2a-/-メス個体では有意な減少が見られなかった（図5A、B）。この結果より、1章で示唆された通り、エストロジェンによるFSHの負のフィードバック制御にEsr2aサブタイプが大きく寄与していることが実験的に示された。先行研究と異なり、esr2a+/-メス個体がOVX個体と同程度の高fshb発現を示したが、これは実験に用いた個体の生殖腺がやや未成熟だったため、fshb発現抑制に必要なエストロジェンが不足していたことによるものと考えられる。続いて、エストロジェンの作用点についての解析を行った。fshbの負のフィードバック制御に視床下部性の入力が必要かどうか検証するため、脳下垂体を単離培養し視床下部からの入力を遮断した状態でE2を作用させた（図5C）。その結果、E2含有培地上で20時間脳下垂体を単独培養するだけでfshbの有意な発現減少が起きた。さらに、同一条件でesr2a-/-メス個体の脳下垂体を単独培養したところ、E2依存的な発現抑制がほぼ消失した（図5D）。この結果から、Esr2aを介するFSHの負のフィードバックは脳下垂体への直接制御の可能が示された（図6）。

まとめ・考察
今回、メダカを用いた解析から、発達した濾胞から放出されたエストロジェンは、脳下垂体に直接作用しEsr2aを介してFSHの転写を抑制することが明らかになった。このフィードバック機構の脊椎動物での一般性は今後明らかにしていく必要があるが、哺乳類のLHパルス調節では視床下部に対するフィードバックが重要であるのに対し、メダカにおいては卵巣から脳下垂体への短い経路を介したフィードバック制御が重要であることがわかった。

母親が生まれる前から子に与える投資、つまり配偶子形成にどれだけのコストを費やし、どれだけを自身の生存に費やすか、というトレードオフの関係は繁殖戦略レベルでその種の存続を左右する重要な問題である。こうした戦略を内分泌的側面から調節するために、エストロジェンフィードバックによる濾胞発育制御は極めて重要な仕組みであり、本研究では、その重要性にも関わらず不明であった、脊椎動物全般に共通した濾胞発育のフィードバック制御機構を解き明かす端緒を見出すことに成功した。

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参考文献

1. Bronson FH, Desjardins C. Circulating Concentrations of FSH, LH, Estradiol, and Progesterone Associated with Acute, Male-Induced Puberty in Female Mice. Endocrinology. 1974;94(6):1658-68.

2. Bronson FH. The Regulation of Luteinizing Hormone Secretion by Estrogen: Relationships among Negative Feedback, Surge Potential, and Male Stimulation in Juvenile, Peripubertal, and Adult Female Mice. Endocrinology. 1981;108(2):506-16.

3. Weltzien F-A, Andersson E, Andersen Ø, Shalchian-Tabrizi K, Norberg B. The brain–pituitary– gonad axis in male teleosts, with special emphasis on flatfish (Pleuronectiformes). Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 2004;137(3):447-77.

4. Mosconi G, Carnevali O, Franzoni MF, Cottone E, Lutz I, Kloas W, et al. Environmental Estrogens and Reproductive Biology in Amphibians. General and comparative endocrinology. 2002;126(2):125-9.

5. Leska A, Dusza L. Seasonal changes in the hypothalamo-pituitary-gonadal axis in birds. Reprod Biol. 2007;7(2):99-126.

6. Licht P. Reproductive endocrinology of reptiles and amphibians: gonadotropins. Annual review of physiology. 1979;41(1):337-51.

7. Callard IP, Chan SW, Potts MA. The control of the reptilian gonad. American Zoologist. 1972;12(2):273-87.

8. Schally AV, Arimura A, Baba Y, Nair RM, Matsuo H, Redding TW, et al. Isolation and properties of the FSH and LH-releasing hormone. Biochemical and Biophysical Research Communications. 1971;43(2):393-9.

9. Moenter SM, Brand RM, Midgley AR, Karsch FJ. Dynamics of gonadotropin-releasing hormone release during a pulse. Endocrinology. 1992;130(1):503-10.

10. Smith JT, Cunningham MJ, Rissman EF, Clifton DK, Steiner RA. Regulation of Kiss1 Gene Expression in the Brain of the Female Mouse. Endocrinology. 2005;146(9):3686-92.

11. Adachi S, Yamada S, Takatsu Y, Matsui H, Kinoshita M, Takase K, et al. Involvement of anteroventral periventricular metastin/kisspeptin neurons in estrogen positive feedback action on luteinizing hormone release in female rats. The Journal of reproduction and development. 2007;53(2):367- 78.

12. Pasquier J, Lafont AG, Rousseau K, Querat B, Chemineau P, Dufour S. Looking for the bird Kiss: evolutionary scenario in sauropsids. BMC evolutionary biology. 2014;14(1):30.

13. Tang H, Liu Y, Luo D, Ogawa S, Yin Y, Li S, et al. The kiss/kissr systems are dispensable for zebrafish reproduction: evidence from gene knockout studies. Endocrinology. 2015;156(2):589-99.

14. Nakajo M, Kanda S, Karigo T, Takahashi A, Akazome Y, Uenoyama Y, et al. Evolutionally Conserved Function of Kisspeptin Neuronal System Is Nonreproductive Regulation as Revealed by Nonmammalian Study. Endocrinology. 2018;159(1):163-83.

15. Murozumi N, Nakashima R, Hirai T, Kamei Y, Ishikawa-Fujiwara T, Todo T, et al. Loss of follicle-stimulating hormone receptor function causes masculinization and suppression of ovarian development in genetically female medaka. Endocrinology. 2014;155(8):3136-45.

16. Zhang Z, Lau S-W, Zhang L, Ge W. Disruption of Zebrafish Follicle-Stimulating Hormone Receptor (fshr) But Not Luteinizing Hormone Receptor (lhcgr) Gene by TALEN Leads to Failed Follicle Activation in Females Followed by Sexual Reversal to Males. Endocrinology. 2015;156(10):3747-62.

17. Zhang Z, Zhu B, Ge W. Genetic analysis of zebrafish gonadotropin (FSH and LH) functions by TALEN-mediated gene disruption. Molecular endocrinology (Baltimore, Md). 2015;29(1):76-98.

18. Takahashi A, Kanda S, Abe T, Oka Y. Evolution of the Hypothalamic-Pituitary-Gonadal Axis Regulation in Vertebrates Revealed by Knockout Medaka. Endocrinology. 2016;157(10):3994-4002.

19. Sharma TP, Nett TM, Karsch FJ, Phillips DJ, Lee JS, Herkimer C, et al. Neuroendocrine Control of FSH Secretion: IV. Hypothalamic Control of Pituitary FSH-Regulatory Proteins and Their Relationship to Changes in FSH Synthesis and Secretion1. Biology of reproduction. 2012;86(6).

20. Naftolin F, Garcia-Segura LM, Horvath TL, Zsarnovszky A, Demir N, Fadiel A, et al. Estrogeninduced hypothalamic synaptic plasticity and pituitary sensitization in the control of the estrogen-induced gonadotrophin surge. Reproductive sciences (Thousand Oaks, Calif). 2007;14(2):101-16.

21. Clarkson J, Herbison AE. Oestrogen, kisspeptin, GPR54 and the pre-ovulatory luteinising hormone surge. Journal of neuroendocrinology. 2009;21(4):305-11.

22. Wintermantel TM, Campbell RE, Porteous R, Bock D, Grone HJ, Todman MG, et al. Definition of estrogen receptor pathway critical for estrogen positive feedback to gonadotropin-releasing hormone neurons and fertility. Neuron. 2006;52(2):271-80.

23. Micevych PE, Meisel RL. Integrating Neural Circuits Controlling Female Sexual Behavior. Frontiers in systems neuroscience. 2017;11:42.

24. Melo AC, Ramsdell JS. Sexual dimorphism of brain aromatase activity in medaka: induction of a female phenotype by estradiol. Environmental health perspectives. 2001;109(3):257-64.

25. Gruber CJ, Tschugguel W, Schneeberger C, Huber JC. Production and actions of estrogens. The New England journal of medicine. 2002;346(5):340-52.

26. Kuiper GG, Enmark E, Pelto-Huikko M, Nilsson S, Gustafsson JA. Cloning of a novel receptor expressed in rat prostate and ovary. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1996;93(12):5925-30.

27. Green S, Walter P, Kumar V, Krust A, Bornert JM, Argos P, et al. Human oestrogen receptor cDNA: sequence, expression and homology to v-erb-A. Nature. 1986;320(6058):134-9.

28. Greene GL, Gilna P, Waterfield M, Baker A, Hort Y, Shine J. Sequence and expression of human estrogen receptor complementary DNA. Science (New York, NY). 1986;231(4742):1150-4.

29. Nelson ER, Habibi HR. Estrogen receptor function and regulation in fish and other vertebrates. General and comparative endocrinology. 2013;192:15-24.

30. Katsu Y, Ichikawa R, Ikeuchi T, Kohno S, Guillette LJ, Jr., Iguchi T. Molecular cloning and characterization of estrogen, androgen, and progesterone nuclear receptors from a freshwater turtle (Pseudemys nelsoni). Endocrinology. 2008;149(1):161-73.

31. Nishimiya O, Katsu Y, Inagawa H, Hiramatsu N, Todo T, Hara A. Molecular cloning and characterization of hagfish estrogen receptors. The Journal of steroid biochemistry and molecular biology. 2017;165(Pt B):190-201.

32. Clarkson J, d'Anglemont de Tassigny X, Moreno AS, Colledge WH, Herbison AE. KisspeptinGPR54 signaling is essential for preovulatory gonadotropin-releasing hormone neuron activation and the luteinizing hormone surge. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 2008;28(35):8691-7.

33. Dubois SL, Acosta-Martínez M, DeJoseph MR, Wolfe A, Radovick S, Boehm U, et al. Positive, But Not Negative Feedback Actions of Estradiol in Adult Female Mice Require Estrogen Receptor α in Kisspeptin Neurons. Endocrinology. 2015;156(3):1111-20.

34. Lu H, Cui Y, Jiang L, Ge W. Functional analysis of nuclear estrogen receptors (nERs) in zebrafish reproduction by genome editing approach. Endocrinology. 2017.

35. Matsuda M, Nagahama Y, Shinomiya A, Sato T, Matsuda C, Kobayashi T, et al. DMY is a Yspecific DM-domain gene required for male development in the medaka fish. Nature. 2002;417(6888):559- 63.

36. Nagler JJ, Cavileer T, Sullivan J, Cyr DG, Rexroad C, 3rd. The complete nuclear estrogen receptor family in the rainbow trout: discovery of the novel ERalpha2 and both ERbeta isoforms. Gene. 2007;392(1-2):164-73.

37. Hawkins MB, Thornton JW, Crews D, Skipper JK, Dotte A, Thomas P. Identification of a third distinct estrogen receptor and reclassification of estrogen receptors in teleosts. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2000;97(20):10751-6.

38. Katsu Y, Lange A, Miyagawa S, Urushitani H, Tatarazako N, Kawashima Y, et al. Cloning, expression and functional characterization of carp, Cyprinus carpio, estrogen receptors and their differential activations by estrogens. Journal of applied toxicology : JAT. 2013;33(1):41-9.

39. Ogiwara K, Fujimori C, Rajapakse S, Takahashi T. Characterization of luteinizing hormone and luteinizing hormone receptor and their indispensable role in the ovulatory process of the medaka. PloS one. 2013;8(1):e54482.

40. Fujimori C, Ogiwara K, Hagiwara A, Rajapakse S, Kimura A, Takahashi T. Expression of cyclooxygenase-2 and prostaglandin receptor EP4b mRNA in the ovary of the medaka fish, Oryzias latipes: possible involvement in ovulation. Molecular and cellular endocrinology. 2011;332(1-2):67-77.

41. Fujimori C, Ogiwara K, Hagiwara A, Takahashi T. New evidence for the involvement of prostaglandin receptor EP4b in ovulation of the medaka, Oryzias latipes. Molecular and cellular endocrinology. 2012;362(1-2):76-84.

42. Hagiwara A, Ogiwara K, Katsu Y, Takahashi T. Luteinizing hormone-induced expression of Ptger4b, a prostaglandin E2 receptor indispensable for ovulation of the medaka Oryzias latipes, is regulated by a genomic mechanism involving nuclear progestin receptor. Biology of reproduction. 2014;90(6):126.

43. Tohyama S, Miyagawa S, Lange A, Ogino Y, Mizutani T, Tatarazako N, et al. Understanding the molecular basis for differences in responses of fish estrogen receptor subtypes to environmental estrogens. Environmental science & technology. 2015;49(12):7439-47.

44. Ogino Y, Tohyama S, Kohno S, Toyota K, Yamada G, Yatsu R, et al. Functional distinctions associated with the diversity of sex steroid hormone receptors ESR and AR. The Journal of steroid biochemistry and molecular biology. 2018;184:38-46.

45. Kayo D, Zempo B, Tomihara S, Oka Y, Kanda S. Gene knockout analysis reveals essentiality of estrogen receptor β1 (Esr2a) for female reproduction in medaka. Scientific Reports. 2019;9(1):8868.

46. Suzuki A, Shibata N. Developmental process of genital ducts in the medaka, Oryzias latipes. Zoological science. 2004;21(4):397-406.

47. Kanda S, Okubo K, Oka Y. Differential regulation of the luteinizing hormone genes in teleosts and tetrapods due to their distinct genomic environments--insights into gonadotropin beta subunit evolution. General and comparative endocrinology. 2011;173(2):253-8.

48. Tohyama S, Ogino Y, Lange A, Myosho T, Kobayashi T, Hirano Y, et al. Establishment of estrogen receptor 1 (ESR1)-knockout medaka: ESR1 is dispensable for sexual development and reproduction in medaka, Oryzias latipes. Development, growth & differentiation. 2017;59(6):552-61.

49. Yan L, Feng H, Wang F, Lu B, Liu X, Sun L, et al. Establishment of three estrogen receptors (esr1, esr2a, esr2b) knockout lines for functional study in Nile tilapia. The Journal of steroid biochemistry and molecular biology. 2019;191:105379.

50. Suzuki A, Tanaka M, Shibata N, Nagahama Y. Expression of aromatase mRNA and effects of aromatase inhibitor during ovarian development in the medaka, Oryzias latipes. Journal of experimental zoology Part A, Comparative experimental biology. 2004;301(3):266-73.

51. Zohar Y, Breton B, Fostier A. Short-term profiles of plasma gonadotropin and estradiol-17 beta levels in the female rainbow trout, from early ovarian recrudescence and throughout vitellogenesis. General and comparative endocrinology. 1986;64(2):172-88.

52. Kime DE, Larsen LO. Effect of gonadectomy and hypophysectomy on plasma steroid levels in male and female lampreys (Lampetra fluviatilis, L.). General and comparative endocrinology. 1987;68(2):189-96.

53. Baroiller JF, D'Cotta H, Shved N, Berishvili G, Toguyeni A, Fostier A, et al. Oestrogen and insulin-like growth factors during the reproduction and growth of the tilapia Oreochromis niloticus and their interactions. General and comparative endocrinology. 2014;205:142-50.

54. Acharjee A, Chaube R, Joy KP. Effects of altered photoperiod and temperature on expression levels of gonadotrophin subunit mRNAs in the female stinging catfish Heteropneustes fossilis. Journal of fish biology. 2017;90(6):2289-311.

55. Qi X, Zhou W, Wang Q, Guo L, Lu D, Lin H. Gonadotropin-Inhibitory Hormone, the Piscine Ortholog of LPXRFa, Participates in 17beta-Estradiol Feedback in Female Goldfish Reproduction. Endocrinology. 2017;158(4):860-73.

56. Guzman JM, Luckenbach JA, da Silva DAM, Hayman ES, Ylitalo GM, Goetz FW, et al. Seasonal variation of pituitary gonadotropin subunit, brain-type aromatase and sex steroid receptor mRNAs, and plasma steroids during gametogenesis in wild sablefish. Comparative biochemistry and physiology Part A, Molecular & integrative physiology. 2018;219-220:48-57.

57. Kanda S. Evolution of the regulatory mechanisms for the hypothalamic-pituitary-gonadal axis in vertebrates-hypothesis from a comparative view. General and comparative endocrinology. 2018.

58. Burow S, Fontaine R, von Krogh K, Mayer I, Nourizadeh-Lillabadi R, Hollander-Cohen L, et al. Establishment of specific enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for measuring Fsh and Lh levels in medaka (Oryzias latipes), using recombinant gonadotropins. MethodsX. 2019;6:1473-9.

59. Kanda S. Small Teleosts Provide Hints Toward Understanding the Evolution of the Central Regulatory Mechanisms of Reproduction. In: Hirata H, Iida A, editors. Zebrafish, Medaka, and Other Small Fishes: New Model Animals in Biology, Medicine, and Beyond. Singapore: Springer Singapore; 2018. p. 99-111.

60. Oka Y. Electrophysiological characteristics of gonadotrophin-releasing hormone 1-3 neurones: insights from a study of fish brains. Journal of neuroendocrinology. 2010;22(7):659-63.

61. Soyano K, Saito T, Nagae M, Yamauchi K. Effects of thyroid hormone on gonadotropin-induced steroid production in medaka, Oryzias latipes, ovarian follicles. Fish physiology and biochemistry. 1993;11(1-6):265-72.

62. Foran CM, Peterson BN, Benson WH. Transgenerational and developmental exposure of Japanese medaka (Oryzias latipes) to ethinylestradiol results in endocrine and reproductive differences in the response to ethinylestradiol as adults. Toxicological sciences : an official journal of the Society of Toxicology. 2002;68(2):389-402.

63. Kanda S, Akazome Y, Matsunaga T, Yamamoto N, Yamada S, Tsukamura H, et al. Identification of KiSS-1 product kisspeptin and steroid-sensitive sexually dimorphic kisspeptin neurons in medaka (Oryzias latipes). Endocrinology. 2008;149(5):2467-76.

64. Hiraki T, Takeuchi A, Tsumaki T, Zempo B, Kanda S, Oka Y, et al. Female-specific target sites for both oestrogen and androgen in the teleost brain. Proceedings Biological sciences. 2012;279(1749):5014-23.

65. Nakasone K, Nagahama Y, Okubo K. hebp3, a novel member of the heme-binding protein gene family, is expressed in the medaka meninges with higher abundance in females due to a direct stimulating action of ovarian estrogens. Endocrinology. 2013;154(2):920-30.

66. Hasebe M, Kanda S, Shimada H, Akazome Y, Abe H, Oka Y. Kiss1 neurons drastically change their firing activity in accordance with the reproductive state: insights from a seasonal breeder. Endocrinology. 2014;155(12):4868-80.

67. Maehiro S, Takeuchi A, Yamashita J, Hiraki T, Kawabata Y, Nakasone K, et al. Sexually dimorphic expression of the sex chromosome-linked genes cntfa and pdlim3a in the medaka brain. Biochemical and biophysical research communications. 2014;445(1):113-9.

68. Hiraki T, Nakasone K, Hosono K, Kawabata Y, Nagahama Y, Okubo K. Neuropeptide B is female-specifically expressed in the telencephalic and preoptic nuclei of the medaka brain. Endocrinology. 2014;155(3):1021-32.

69. Karigo T, Kanda S, Takahashi A, Abe H, Okubo K, Oka Y. Time-of-day-dependent changes in GnRH1 neuronal activities and gonadotropin mRNA expression in a daily spawning fish, medaka. Endocrinology. 2012;153(7):3394-404.

70. Yen F-P, Lee Y-H, He C-L, Huang J-D, Sun L-T, Dufour S, et al. Estradiol-17β Triggers Luteinizing Hormone Release in the Protandrous Black Porgy (Acanthopagrus schlegeli Bleeker) Through Multiple Interactions with Gonadotropin-Releasing Hormone Control1. Biology of reproduction. 2002;66(1):251-7.

71. Kanda S, Karigo T, Oka Y. Steroid sensitive kiss2 neurones in the goldfish: evolutionary insights into the duplicate kisspeptin gene-expressing neurones. Journal of neuroendocrinology. 2012;24(6):897- 906.

72. Pankhurst NW, Stacey NE, Peter RE. An evaluation of techniques for the administration of 17βextradiol to teleosts. Aquaculture. 1986;52(2):145-55.

73. Conte FP, Wagner HH, Harris TO. MEASUREMENT OF BLOOD VOLUME IN THE FISH (SALMO GAIRDNERI GAIRDNERI). The American journal of physiology. 1963;205:533-40.

74. Lenfant C, Johansen K, Grigg GC. Respiratory properties of blood and pattern of gas exchange in the lungfish Neoceratodus forsteri (Krefft). Respiration Physiology. 1966;2(1):1-21.

75. Russell Hoffert J, Fromm PO. Effect of carbonic anhydrase inhibition on aqueous humor and blood bicarbonate ion in the teleost (Salvelinus namaycush). Comparative Biochemistry and Physiology. 1966;18(2):333-40.

76. Grigg GC. Some respiratory properties of the blood of four species of antarctic fishes. Comparative Biochemistry and Physiology. 1967;23(1):139-48.

77. Stanley JG, Fleming WR. The effect of hypophysectomy on the electrolyte content of Fundulus kansae held in fresh water and in sea water. Comp Biochem Physiol. 1967;20(2):489-97.

78. Christian CA, Mobley JL, Moenter SM. Diurnal and estradiol-dependent changes in gonadotropin-releasing hormone neuron firing activity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2005;102(43):15682-7.

79. Au - Ström JO, Au - Theodorsson A, Au - Ingberg E, Au - Isaksson I-M, Au - Theodorsson E. Ovariectomy and 17β-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration. JoVE. 2012(64):e4013.

80. Fotherby K. Bioavailability of orally administered sex steroids used in oral contraception and hormone replacement therapy. Contraception. 1996;54(2):59-69.

81. Maunder RJ, Matthiessen P, Sumpter JP, Pottinger TG. Rapid bioconcentration of steroids in the plasma of three-spined stickleback Gasterosteus aculeatus exposed to waterborne testosterone and 17βoestradiol. Journal of fish biology. 2007;70(3):678-90.

82. Ieda N, Hassaneen AS, Inoue N, Uenoyama Y, Tsukamura H. Kisspeptin: A Central Regulator of Reproduction in Mammals. SVU-International Journal of Veterinary Sciences. 2019;3(1):10-26

83. Spicer OS, Wong TT, Zmora N, Zohar Y. Targeted Mutagenesis of the Hypophysiotropic Gnrh3 in Zebrafish (Danio rerio) Reveals No Effects on Reproductive Performance. PloS one. 2016;11(6):e0158141.

84. Marvel M, Spicer OS, Wong TT, Zmora N, Zohar Y. Knockout of the Gnrh genes in zebrafish: effects on reproduction and potential compensation by reproductive and feeding-related neuropeptides. Biology of reproduction. 2018.

85. Goswami SV, Sundararaj BI. Effect of estradiol benzoate, human chorionic gonadotropin, and follicle-stimulating hormone on unilateral ovariectomy-induced compensatory hypertrophy in Catfish, Heteropneustes fossilis (Bloch). General and comparative endocrinology. 1968;11(2):393-400.

86. Acharjee A, Chaube R, Joy K. Estrogen Regulation of Gonadotropin Subunit (GPα, FSHβ, LHβ) mRNA Expression during Sexually Quiescent and Breeding Phases in the Female Catfish Heteropneustes fossilis. J Transl Neurosci. 2016;1:2.

87. Bommelaer MC, Billard R, Breton B. Changes in plasma gonadotropin after ovariectomy and estradiol supplementation at different stages at the end of the reproductive cycle in the rainbow trout (Salmo gairdneri R.). Reproduction, nutrition, developpement. 1981;21(6a):989-97.

88. Kobayashi M, Sohn YC, Yoshiura Y, Aida K. Effects of sex steroids on the mRNA levels of gonadotropin subunits in juvenile and ovariectomized goldfish Carassius auratus. Fisheries science. 2000;66(2):223-31.

89. Alvarado M, Servili A, Molés G, Gueguen M-M, Carrillo M, Kah O, et al. Actions of sex steroids on kisspeptin expression and other reproduction-related genes in the brain of the teleost fish European sea bass. Journal of Experimental Biology. 2016;219(21):3353-65.

90. Kobayashi M, Aida K, Hanyu I. Hormone changes during the ovulatory cycle in goldfish. General and comparative endocrinology. 1988;69(2):301-7.

91. Kumar TR, Palapattu G, Wang P, Woodruff TK, Boime I, Byrne MC, et al. Transgenic models to study gonadotropin function: the role of follicle-stimulating hormone in gonadal growth and tumorigenesis. Molecular endocrinology (Baltimore, Md). 1999;13(6):851-65.

92. Bondy CA, Zhou J, Arraztoa JA. Growth Hormone, Insulin-Like Growth Factors, and the Ovary. Knobil and Neill's Physiology of Reproduction, Vols 1 and 2, 3rd Editon. 2006:527-46.

93. Martin GB, Price CA, Thiery JC, Webb R. Interactions between inhibin, oestradiol and progesterone in the control of gonadotrophin secretion in the ewe. Journal of reproduction and fertility. 1988;82(1):319-28.

94. Javed Z, Qamar U, Sathyapalan T. The role of kisspeptin signalling in the hypothalamicpituitary-gonadal axis-current perspective. Endokrynologia Polska. 2015;66(6):534-47.

95. Kanda S, Akazome Y, Mitani Y, Okubo K, Oka Y. Neuroanatomical evidence that kisspeptin directly regulates isotocin and vasotocin neurons. PloS one. 2013;8(4):e62776.

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