リケラボ論文検索は、全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索できる論文検索サービスです。

リケラボ 全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索するならリケラボ論文検索大学・研究所にある論文を検索できる

リケラボ 全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索するならリケラボ論文検索大学・研究所にある論文を検索できる

大学・研究所にある論文を検索できる 「シアノバクテリアの糖異化経路の重点的解析 -酵素に着目した解析による酸化的ペントースリン酸経路とトリカルボン酸回路の生化学特性の解明-」の論文概要。リケラボ論文検索は、全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索できる論文検索サービスです。

コピーが完了しました

URLをコピーしました

論文の公開元へ論文の公開元へ
書き出し

シアノバクテリアの糖異化経路の重点的解析 -酵素に着目した解析による酸化的ペントースリン酸経路とトリカルボン酸回路の生化学特性の解明-

伊東 昇紀 明治大学

2022.01.01

概要

1 問題意識と目的
 環境問題や石油の枯渇問題が懸念される近年、石油の代わりに、再生可能資源であるバイオマスを利用して有用物質を生産する「バイオリファイナリー」への転換が求められている。バイオマス資源として長年利用されてきたのが、トウモロコシなどの植物である。植物は、光合成で固定した二酸化炭素からデンプンをつくる。そして、そのデンプンを糖化し、従属栄養微生物に与えて発酵(生産)を行う。しかしながら、この植物を利用した生産では、生産に至るまでの工程が多いだけでなく、食料との競合が生じる。こうした背景のもと、近年、次世代バイオマス資源として脚光を浴びているのが、「シアノバクテリア」である。シアノバクテリアは、植物と同じ酸素発生型の光合成を行う細菌である。シアノバクテリアは、二酸化炭素の固定から発酵までの工程を1つの系で賄うことができる。また、シアノバクテリアを利用した生産では、食料との競合が起こらない。シアノバクテリアの中でも、単細胞性のSynechocystis sp. PCC 6803(以降Synechocystis 6803)は、増殖が速く、遺伝子改変が容易であるなどの利点から、物質生産における宿主として注目されている。特に、近年では、Synechocystis 6803の糖異化経路を利用した物質生産が盛んに検討されている。しかしながら、Synechocystis 6803を利用した際の有用物質の生産量は、従属栄養微生物を利用した際の生産量よりも2桁ほど低く、実用化に向けて改善の余地を残している。有用物質の増産を難しくしている原因の1つが、「シアノバクテリアの糖異化に関する生化学的知見の不足」である。シアノバクテリアの糖異化に関する生化学的知見は、大腸菌や酵母と比べて乏しく、目的物質の増産につながる適切な培養条件や遺伝子操作が不明瞭であった。
 シアノバクテリアの糖異化経路は、上流の代謝経路と下流のトリカルボン酸回路(TCA回路)から成る(図1)。シアノバクテリアは、解糖と酸化的ペントースリン酸(OPP)経路だけでなく、カルビンサイクルと反応が重複しないエントナー・ドゥドロフ経路も持つ(図1)。また、シアノバクテリアのTCA回路では、2-オキソグルタル酸(2OG)が、スクシニルCoAではなく、コハク酸セミアルデヒド(SSA)を介して、コハク酸(Suc)に変換される(図1)。このように、シアノバクテリアは、固有の糖異化経路を有している。これまで、Synechocystis 6803における糖代謝の特徴を明らかにするために、メタボローム解析や代謝フラックス解析が盛んに行われてきた。Synechocystis 6803では、「上流のOPP経路に炭素が流れやすく、下流のTCA回路に炭素が流れにくい」という特徴を持つことが判明した。しかしながら、これらの解析は、代謝が行われた後の炭素の分配を可視化する解析であり、炭素の流れを決める要因を明らかにし、代謝の制御を可能にするためには、遺伝子や酵素に着目した生化学的解析が必要である。シアノバクテリアの糖異化に関する生化学的解析としては、シグマ因子や転写因子の制御下にある酵素遺伝子の解明といった遺伝子発現に着目した研究が主に行われてきた。一方で、酵素の触媒活性や活性制御に関する知見は限られており、各代謝経路がどのような生化学的特性を持つかは不明瞭である。したがって、今後は、酵素に着目した解析を行い、各代謝経路の生化学的特性を明らかにすることが、有用物質増産のカギであると考えられる。
 本研究では、Synechocystis 6803の糖異化経路の中でも、生命活動と物質生産の両方で中心的な役割を担う上流の代謝経路であるOPP経路と、下流のTCA回路の生化学的特性を明らかにした。そして、これらの代謝経路の流れを決める生化学的要因について議論した。

2 構成及び各章の要約
 本論文は、第1章から第5章までの5章構成となっている。
 第1章では、本研究全体の背景と目的について記述した。第2-4章で、自身の研究内容について記述した。第5章では、本研究全体の結論ついて記述した。

第2章:Synechocystis 6803のOPP経路における鍵酵素の生化学解析
 OPP経路は、糖異化の3つの上流経路の中でも、全てのシアノバクテリアに保存されている唯一の経路で、還元力NADPHの生成を担う。Synechocystis 6803において、OPP経路からのNADPH生成は、光合成が十分に行われない条件下でのエネルギー生産や生体物質の生合成に重要である。また、NADPHは、有用物質のの生成に利用される還元力となっている。OPP経路におけるNADPH生成反応は、グルコース-6-リン酸デヒドロゲナーゼ(G6PDH)と6-ホスホグルコン酸デヒドロゲナーゼ(6PGDH)が触媒する。特に、OPP経路の第1段階を触媒するG6PDHは、OPP経路全体の流れを律する鍵酵素であると考えられている。そこで、本章では、Synechocystis 6803のG6PDHといくつかの関連酵素の生化学解析を行った。その結果、Synechocystis 6803のG6PDHは、G6PDHの阻害剤としての報告例がない「クエン酸」によって阻害を受けた。同様に、Synechocystis 6803の6PGDHもクエン酸による阻害を受けた。このクエン酸による阻害の生理的意義を明らかにするために、TCA回路のNAD(P)H生成反応を触媒する酵素の生化学解析を行った。その結果、TCA回路の酵素は、クエン酸による阻害を受けないことが判明した。また、TCA回路も2分子のNADPHの生成経路であることが判明した。以上の結果から、クエン酸は、TCA回路を回すときに、OPP経路の流れを抑えて、NADPHの過剰生成を避ける役割があると考えられる(図2)。

第3章:Synechocystis 6803のTCA回路におけるオキサロ酢酸代謝の再構成
 Synechocystis 6803のTCA回路は、通常の酸化方向だけでなく、還元方向にも進行する。どちらのTCA回路も、物質生産に利用されており、各TCA回路への分岐点となる「オキサロ酢酸代謝」の制御が、各TCA回路の流れを決める上で重要であると考えられている。以前、本研究チームは、オキサロ酢酸代謝を構成する3種類の酵素の生化学解析を行った。しかしながら、過去の酵素の生化学解析では、隣接する酵素間の相互作用が考慮されていない。オキサロ酢酸は、化学的に不安定な化合物であり、生体内にも極微量しか存在しないため、酵素間でのオキサロ酢酸の受け渡しが、代謝反応を進める上で重要であることが示唆された。そこで、本章では、精製した酵素を使って、invitroで、オキサロ酢酸代謝を再構成した(図3)。そして、生体内を模倣した様々な条件下で、オキサロ酢酸がどのように分配されるかを調べた(図3)。その結果、特に、pHが、各TCA回路への流れを決める重要な因子であることが判明した。

第4章:Synechocystis 6803のTCA回路におけるリンゴ酸酸化反応の解明
 TCA回路におけるリンゴ酸酸化反応は、一般的に、リンゴ酸デヒドロゲナーゼ(MDH)が触媒する。しかしながら、Synechocystis 6803のMDHは、第3章における解析で、逆反応である還元反応を特異的に触媒することが分かった。また、MDHは、第2章までで解析された他のTCA回路の酵素と異なり、NAD+を補酵素とする。これらの結果から、MDH以外の酵素がリンゴ酸酸化を触媒するという仮説が生じた。Synechocystis 6803は、他のリンゴ酸酸化酵素として、マリックエンザイム(ME)を持つ。本章では、MEとMDHに着目した解析を行い、TCA回路のリンゴ酸酸化の触媒機構を明らかにした。はじめに、MEの生化学解析を行った。MEのリンゴ酸への触媒効率は、MDHの264倍であった。また、MEは、他のTCA回路の酵素同様、NADP+を補酵素とした。次に、各酵素遺伝子の欠損株のリンゴ酸量を調べた。MEの欠損株は、MDHの欠損株と異なり、リンゴ酸を過剰に蓄積していた。最後に、各酵素を持つシアノバクテリアがどれくらい存在するかを明らかにするために、BLAST解析を行った。MEの方が、MDHよりも、多くのシアノバクテリアに保存されていた。以上の解析から、シアノバクテリアでは、MEがリンゴ酸酸化反応を触媒しており、ME型TCA回路(図4)が存在することが示唆された。ME型TCA回路では、経路全体で3分子のNADPHが生成される(図4)。この結果は、シアノバクテリアの呼吸鎖の電子伝達体がNADPHであるという過去の報告とも整合性がある。

第5章:総括(本研究全体の結論)
 以上の解析によって、異なる還元力を生成すると考えられてきたシアノバクテリアのOPP経路とTCA回路が、共にNADPHの生成経路であることが判明した(図5)。シアノバクテリアでは、OPP経路とTCA回路だけでなく、光合成の明反応も細胞質におけるNADPHの生成系として機能する(図5)。第2章の解析から、クエン酸というOPP経路とTCA回路のフラックスを調節し、NADPHの過剰生成を避ける調節因子が見つかったことからも、これらの3つの系が同時に亢進すると、生体内でNADPHが過多となると予想される。したがって、これらのNADPHの生成系は、互いに競合しており、このことが、上流のOPP経路と比べて下流のTCA回路に炭素が流れにくい生化学的要因であると考えられる。

この論文で使われている画像

参考文献

Abernathy MH, Yu J, Ma F, Liberton M, Ungerer J, Hollinshead WD, Gopalakrishnan S, He L, Maranas CD, Pakrasi HB, Allen DK, Tang YJ. (2017) Deciphering cyanobacterial phenotypes for fast photoautotrophic growth via isotopically nonstationary metabolic flux analysis. Biotechnol Biofuels. 10:273. doi: 10.1186/s13068-017-0958-y.

Acero-Navarro KE, Jiménez-Ramírez M, Villalobos MA, Vargas-Martínez R, Perales-Vela HV, Velasco-García R. (2018) Cloning, overexpression, and purification of glucose-6-phosphate dehydrogenase of Pseudomonas aeruginosa. Protein Expre. Purif. 142:53–61 doi: 10.1016/j.pep.2017.10.004.

Angermayr SA, Paszota M, Hellingwerf KJ. (2012) Engineering a cyanobacterial cell factory for production of lactic acid. Appl Environ Microbiol. 2012 78:7098–7106. doi: 10.1128/AEM.01587-12.

Angermayr SA, van der Woude AD, Correddu D, Vreugdenhil A, Verrone V, Hellingwerf KJ (2014) Exploring metabolic engineering design principles for the photosynthetic production of lactic acid by Synechocystis sp. PCC6803. Biotechnol Biofuels 7:99. doi: 10.1186/1754-6834-7-99.

Azuma M, Osanai T, Hirai MY, Tanaka K. (2011) A response regulator Rre37 and an RNA polymerase sigma factor SigE represent two parallel pathways to activate sugar catabolism in a cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Plant Cell Physiol 52:404–412. doi: 10.1093/pcp/pcq204.

Banerjee S, Fraenkel DG. (1972) Glucose-6-phosphate dehydrogenase from Escherichia coli and from a “high-level” mutant. J. Bacteriol. 110:155–160. doi: 10.1128/jb.110.1.155-160.1972.

Banu MJ, Nellaiappan K, Dhandayuthapani S. (1992) Mitochondrial malate dehydrogenase and malic enzyme of a filarial worm Setaria digitata: some properties and effects of drugs and herbal extracts. Jpn J Med Sci Biol. 45:137–150. doi: 10.7883/yoken1952.45.137.

Ben-Bassat A, Goldberg I. (1980) Purification and properties of glucose-6-phosphate dehydrogenase (NADP+/NAD+) and 6-phosphogluconate dehydrogenase (NADP+/NAD+) from methanol-grown Pseudomonas C. Biochim. Biophys. Acta. 611:1–10. doi: 10.1016/0005-2744(80)90036-4.

Bennett BD, Kimball EH, Gao M, Osterhout R, Van Dien SJ, Rabinowitz JD. (2009) Absolute metabolite concentrations and implied enzyme active site occupancy in Escherichia coli. Nat. Chem. Biol. 5:593–599. doi: 10.1038/nchembio.186.

Bologna FP, Andreo CS, Drincovich MF. (2007) Escherichia coli malic enzymes: two isoforms with substantial differences in kinetic properties, metabolic regulation, and structure. J Bacteriol. 189:5937–5946. doi: 10.1128/JB.00428-07.

Bonsignorea A, De Flora A. (1972) Regulatory properties of glucose-6-phosphate dehydrogenase. Curr. Top. Cell. Reg. 6:21–62. doi: 10.1016/B978-0-12-152806-5.50009-6

Bricker TM, Zhang S, Laborde SM, Mayer PR 3rd, Frankel LK, Moroney JV. (2004) The malic enzyme is required for optimal photoautotrophic growth of Synechocystis sp. strain PCC 6803 under continuous light but not under a diurnal light regimen. J Bacteriol. 186:8144–8148. doi: 10.1128/JB.186.23.8144-8148.2004.

Chen X, Schreiber K, Appel J, Makowka A, Fähnrich B, Roettger M, Hajirezaei MR, Sönnichsen FD, Schönheit P, Martin WF, Gutekunst K. (2016) The Entner-Doudoroff pathway is an overlooked glycolytic route in cyanobacteria and plants. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 113:5441– 5446. doi: 10.1073/pnas.1521916113.

Chisti Y. (2007) Biodiesel from microalgae. Biotechnology Advances. 25:294–306. doi: 10.1016/j.biotechadv.2007.02.001

Choi YN, Park JM. (2016) Enhancing biomass and ethanol production by increasing NADPH production in Synechocystis sp. PCC 6803. Bioresour Technol. 213:54–57. doi: 10.1016/j.biortech.2016.02.056.

Clarens AF, Resurreccion EP, White MA, Colosi LM. (2010) Environmental life cycle comparison of algae to other bioenergy feedstocks. Environmental science & technology. 44:1813–1819. doi: 10.1021/es902838n.

Coleman JR, Colman B. (1981) Inorganic carbon accumulation and photosynthesis in a blue-green alga as a function of external pH. Plant Physiol. 67:917–921. doi: 10.1104/pp.67.5.917.

De Carvalho LP, Ling Y, Shenm C, Warren JD, Rhee KY. (2011) On the chemical mechanism of succinic semialdehyde dehydrogenase (GabD1) from Mycobacterium tuberculosis. Arch. Biochem. Biophys. 509: 90–99. doi: 10.1016/j.abb.2011.01.023.

Dempo Y, Ohta E, Nakayama Y, Bamba T, Fukusaki E. (2014) Molar-based targeted metabolic profiling of cyanobacterial strains with potential for biological production. Metabolites. 4:499–516. doi: 10.3390/metabo4020499.

Dixon M, Webb EC. (1979) Enzymes, Longman, London, pp. 400–402

Dolezal P, Vanácová S, Tachezy J, Hrdý I. (2004) Malic enzymes of Trichomonas vaginalis: two enzyme families, two distinct origins. Gene. 329:81–92. doi: 10.1016/j.gene.2003.12.022.

Drincovich MF, Casati P, Andreo CS. (2001) NADP-malic enzyme from plants: a ubiquitous enzyme involved in different metabolic pathways. FEBS Lett. 490:1– 6. doi: 10.1016/s0014- 5793(00)02331-0.

Driscoll BT, Finan TM. (1997) Properties of NAD+- and NADP+-dependent malic enzymes of Rhizobium (Sinorhizobium) meliloti and differential expression of their genes in nitrogen-fixing bacteroids. Microbiology (Reading).143:489–498. doi: 10.1099/00221287-143-2-489.

Durall C, Lindberg P, Yu J, Lindblad P. (2020) Increased ethylene production by overexpressing phosphoenolpyruvate carboxylase in the cyanobacterium Synechocystis PCC 6803. Biotechnol Biofuels. 13:16. doi: 10.1186/s13068-020-1653-y.

Du W, Jongbloets JA, Guillaume M, van de Putte B, Battaglino B, Hellingwerf KJ, Branco Dos Santos F. (2019) Exploiting day- and night-time metabolism of Synechocystis sp. PCC 6803 for fitness-coupled fumarate production around the clock. ACS Synth Biol. 8:2263–2269. doi: 10.1021/acssynbio.9b00289.

Evans MC, Buchanan BB, Arnon DI. (1966) A new ferredoxin-dependent carbon reduction cycle in a photosynthetic bacterium. Proc Natl Acad Sci U S A. 55:928–934. doi: 10.1073/pnas.55.4.928

Fuentealba M, Muñoz R, Maturana P, Krapp A, Cabrera R. (2016) Determinants of cofactor specificity for the glucose-6-phosphate dehydrogenase from Escherichia coli: simulation, kinetics and evolutionary studies. PLoS One. 11:e0152403. doi: 10.1371/journal.pone.0152403.

Gall SC, Thompson RC. (2015) The impact of debris on marine life. Mar Pollut Bull. 92:170–179. doi: 10.1016/j.marpolbul.2014.12.041.

García-Domínguez M, Reyes JC, Florencio FJ. (1997) Purification and characterization of a new type of glutamine synthetase from cyanobacteria. Eur. J. Biochem. 244:258–264. doi: 10.1111/j.1432-1033.1997.00258.x.

Gerrard Wheeler MC, Arias CL, Maurino VG, Andreo CS, Drincovich MF. (2009) Identification of domains involved in the allosteric regulation of cytosolic Arabidopsis thaliana NADP-malic enzymes. FEBS J. 276:5665–5677. doi: 10.1111/j.1742-4658.2009.07258.x.

Guo J, Nguyen AY, Dai Z, Su D, Gaffrey MJ, Moore RJ, Jacobs JM, Monroe ME, Smith RD, Koppenaal DW, Pakrasi HB, Qian WJ. (2014) Proteome-wide light/dark modulation of thiol oxidation in cyanobacteria revealed by quantitative site-specific redox proteomics. Mol Cell Proteomics. 13:3270–3285. doi: 10.1074/mcp.M114.041160.

Hagen KD, Meeks JC. (2001) The unique cyanobacterial protein OpcA is an allosteric effector of glucose-6-phosphate dehydrogenase in Nostoc punctiforme ATCC 29133. J. Biol. Chem. 276:11477–11486. doi: 10.1074/jbc.M010472200.

Haghighi O. (2021) In silico study of the structure and ligand preference of pyruvate kinases from cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Appl Biochem Biotechnol. 193:3651–3671. doi: 10.1007/s12010-021-03630-9.

Hansen T, Schlichting B, Schönheit, P. (2002) Glucose-6-phosphate dehydrogenase from the hyperthermophilic bacterium Thermotoga maritima: expression of the g6pd gene and characterization of an extremely thermophilic enzyme. FEMS Microbiol. Lett. 216:249–253. doi: 10.1111/j.1574-6968.2002.tb11443.x.

Hasunuma T, Matsuda M, Kato Y, Vavricka CJ, Kondo, A. (2018) Temperature enhanced succinate production concurrent with increased central metabolism turnover in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Metab. Eng. 48:109–120. doi: 10.1016/j.ymben.2018.05.013.

Hasunuma T, Matsuda M, Kondo A. (2016) Improved sugar-free succinate production by Synechocystis sp. PCC 6803 following identification of the limiting steps in glycogen catabolism. Metab. Eng. Commun. 3:130–141. doi: 10.1016/j.meteno.2016.04.003.

Hidese R, Matsuda M, Osanai T, Hasunuma T, and Kondo A. (2020) Malic enzyme facilitates D- lactate production through increased pyruvate supply during anoxic dark fermentation in Synechocystis sp. PCC 6803. ACS Synth. Biol. 9, 260–268. doi: 10.1021/acssynbio.9b00281.

Honda D, Yokota A, Sugiyama J. (1999) Detection of seven major evolutionary lineages in cyanobacteria based on the 16S rRNA gene sequence analysis with new sequences of five marine Synechococcus strains. J Mol Evol. 48:723–739. doi: 10.1007/pl00006517.

Hsu RY. (1982) Pigeon liver malic enzyme. Mol. Cell. Biochem. 43:3–26. doi: 10.1007/BF00229535

Huang JJ, Kolodny NH, Redfearn JT, Allen MM. (2002) The acid stress response of the cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC 6308. Arch Microbiol. 177:486–493. doi: 10.1007/s00203-002-0419-1.

Iijima H, Nakaya Y, Kuwahara A, Hirai MY, Osanai T. (2015) Seawater cultivation of freshwater cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 drastically alters amino acid composition and glycogen metabolism. Front. Microbiol. 6:326. doi: 10.3389/fmicb.2015.00326.

Iijima H, Watanabe A, Sukigara H, Shirai T, Kondo A, Osanai T. (2020) Simultaneous increases in the levels of compatible solutes by cost-effective cultivation of Synechocystis sp. PCC 6803. Biotechnol Bioeng. 117:1649–1660. doi: 10.1002/bit.27324.

Iijima H, Watanabe A, Sukigara H, Iwazumi K, Shirai T, Kondo A, Osanai T. (2021) Four-carbon dicarboxylic acid production through the reductive branch of the open cyanobacterial tricarboxylic acid cycle in Synechocystis sp. PCC 6803. Metab Eng. 65:88–98. doi: 10.1016/j.ymben.2021.03.007.

Ishijima S, Uchibori A, Takagi H, Maki R, Ohnishi M. (2003) Light-induced increase in free Mg2+ concentration in spinach chloroplasts: measurement of free Mg2+ by using a fluorescent probe and necessity of stromal alkalinization. Arch. Biochem. Biophys. 412:126–132. doi: 10.1016/s0003- 9861(03)00038-9.

Ishikawa Y, Miyagi A, Ishikawa T, Nagano M, Yamaguchi M, Hihara Y, Kaneko Y, Kawai-Yamada M. (2019) One of the NAD kinases, sll1415, is required for the glucose metabolism of Synechocystis sp. PCC 6803. Plant. J. 98, 654–666. doi: 10.1111/tpj.14262.

Ito S, Koyama N, Osanai T. (2019) Citrate synthase from Synechocystis is a distinct class of bacterial citrate synthase. Sci. Rep. 9:6038. doi: 10.1038/s41598-019-42659-z.

Ito S, Osanai T. (2018) Single amino acid change in 6-phosphogluconate dehydrogenase from Synechocystis conveys higher affinity for NADP+ and altered mode of inhibition by NADPH. Plant Cell Physiol. 59:2452–2461. doi: 10.1093/pcp/pcy165.

Ito S, Osanai, T. (2020) Unconventional biochemical regulation of the oxidative pentose phosphate pathway in the model cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Biochem. J. 477:1309–1321. doi: 10.1042/BCJ20200038.

Ito S, Takeya M, Osanai T. (2017) Substrate specificity and allosteric regulation of a D-lactate dehydrogenase from a unicellular cyanobacterium are altered by an amino acid substitution. Sci. Rep. 7:15052. doi: 10.1038/s41598-017-15341-5.

Jaeger M, Rothacker B, Ilg, T. (2008) Saturation transfer difference NMR studies on substrates and inhibitors of succinic semialdehyde dehydrogenases. Biochem. Biophys. Res. Commun. 372:400–406. doi: 10.1016/j.bbrc.2008.04.183.

Jang EH, Park SA, Chi YM, Lee KS. (2014) Kinetic and structural characterization for cofactor preference of succinic semialdehyde dehydrogenase from Streptococcus pyogenes. Mol. Cells 37:719–726. doi: 10.14348/molcells.2014.0162.

Kaneko T, Sato S, Kotani H, Tanaka A, Asamizu E, Nakamura Y, Miyajima N, Hirosawa M, Sugiura M, Sasamoto S, Kimura T, Hosouchi T, Matsuno A, Muraki A, Nakazaki N, Naruo K, Okumura S, Shimpo S, Takeuchi C, Wada T, Watanabe A, Yamada M, Yasuda M, Tabata S. (1996) Sequence analysis of the genome of the unicellular cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC6803. II. Sequence determination of the entire genome and assignment of potential protein-coding regions. DNA Res. 3:109–136. doi: 10.1093/dnares/3.3.109.

Katayama N, Iijima H, Osanai T. (2018) Production of bioplastic compounds by genetically manipulated and metabolic engineered cyanobacteria. Adv. Exp. Med. Biol. 1080:155–169. doi: 10.1007/978-981-13-0854-3_7.

Katayama N, Takeya M, Osanai T. (2019) Biochemical characterisation of fumarase C from a unicellular cyanobacterium demonstrating its substrate affinity, altered by an amino acid substitution. Sci. Rep. 9:10629. doi: 10.1038/s41598-019-47025-7.

Kato N, Sahm H, Schütte H, Wagner F. (1979) Purification and properties of glucose-6-phosphate dehydrogenase and 6-phosphogluconate dehydrogenase from a methanol-utilizing yeast, Candida boidinii. Biochim. Biophys. Acta. 566: 1–11. doi: 10.1016/0005-2744(79)90242-0

Kawai S, Suzuki H, Yamamoto K, Inui M, Yukawa H, Kumagai H. (1996) Purification and characterization of a malic enzyme from the ruminal bacterium Streptococcus bovis ATCC 15352 and cloning and sequencing of its gene. Appl Environ Microbiol. 62:2692–2700. doi: 10.1128/aem.62.8.2692-2700.1996.

Krasaesueb N, Incharoensakdi A, Khetkorn W. (2019) Utilization of shrimp wastewater for poly-β- hydroxybutyrate production by Synechocystis sp. PCC 6803 strain ΔSphU cultivated in photobioreactor. Biotechnol. Rep. (Amst). 23:e00345. doi: 10.1016/j.btre.2019.e00345.

Krebs HA. (1942) The effect of inorganic salts on the ketone decomposition of oxaloacetic acid. Biochem. J. 36:303–305. doi: 10.1042/bj0360303.

Knoop H, Gründel M, Zilliges Y, Lehmann R, Hoffmann S, Lockau W, Steuer R. (2013) Flux balance analysis of cyanobacterial metabolism: the metabolic network of Synechocystis sp. PCC 6803. PLoS Comput. Biol. 9:e1003081.doi: 10.1371/journal.pcbi.1003081.

Knowles VL, Smith CS, Smith CR, Plaxton WC. (2001) Structural and regulatory properties of pyruvate kinase from the Cyanobacterium Synechococcus PCC 6301. J Biol Chem. 276:20966– 20972. doi: 10.1074/jbc.M008878200.

Lawrence BA, Polse J, DePina A, Allen MM, Kolodny NH. (1997) 31P NMR identification of metabolites and pH determination in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6308. Curr. Microbiol. 34:280–283. doi: 10.1007/s002849900182.

Lee WT, Levy HR. (1992) Lysine-21 of Leuconostoc mesenteroides glucose 6-phosphate dehydrogenase participates in substrate binding through charge-charge interaction. Protein Sci. 1:329–334. doi: 10.1002/pro.5560010304.

Lessie TG, Wyk JC. (1972) Multiple forms of Pseudomonas multivorans glucose-6-phosphate and 6- phosphogluconate dehydrogenases: differences in size, pyridine nucleotide specificity, and susceptibility to inhibition by adenosine 5’-triphosphate. J. Bacteriol. 110:1107–1117. doi: 10.1128/jb.110.3.1107-1117.1972.

Lea-Smith DJ, Ross N, Zori M, Bendall DS, Dennis JS, Scott SA, Smith AG, Howe CJ. (2013) Thylakoid terminal oxidases are essential for the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 to survive rapidly changing light intensities. Plant Physiol. 162, 484–495. doi: 10.1104/pp.112.210260.

Levy HR. (1979) Glucose-6-phosphate dehydrogenases. Adv. Enzymol. Relat. Areas Mol. Biol. 48:97–192. doi: 10.1002/9780470122938.ch3

Lin PC, Saha R, Zhang F, Pakrasi, H.B. (2017) Metabolic engineering of the pentose phosphate pathway for enhanced limonene production in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Sci. Rep. 7:17503. doi: 10.1038/s41598-017-17831-y.

Liu D, Yang C (2014) The nitrogen-regulated response regulator NrrA controls cyanophycin synthesis and glycogen catabolism in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. J Biol Chem 289:2055–2071. doi: 10.1074/jbc.M113.515270.

Loeber G, Dworkin MB, Infante A, Ahorn H. (1994) Characterization of cytosolic malic enzyme in human tumor cells. FEBS Lett. 344:181–186. doi: 10.1016/0014-5793(94)00386-6.

Makowka A, Nichelmann L, Schulze D, Spengler K, Wittmann C, Forchhammer K, Gutekunst K. (2020) Glycolytic shunts replenish the calvin-benson-bassham cycle as anaplerotic reactions in cyanobacteria. Mol Plant. 13:471–482. doi: 10.1016/j.molp.2020.02.002.

Mangan NM, Flamholz A, Hood RD, Milo R, Savage, D.F. (2016) pH determines the energetic efficiency of the cyanobacterial CO2 concentrating mechanism. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 113: E5354–E5362. doi: 10.1073/pnas.1525145113.

Maruyama M, Nishiguchi H, Toyoshima M, Okahashi N, Matsuda F, Shimizu H. (2019) Time- resolved analysis of short term metabolic adaptation at dark transition in Synechocystis sp. PCC 6803. J. Biosci. Bioeng. 128:424–428. doi: 10.1016/j.jbiosc.2019.03.016.

McCarthy JK, O’Brien CE, Eveleigh DE. (2003) Thermostable continuous coupled assay for measuring glucose using glucokinase and glucose-6-phosphate dehydrogenase from the marine hyperthermophile Thermotoga maritima. Anal. Biochem. 318:196–203. doi: 10.1016/s0003- 2697(03)00243-4.

Mérida A, Leurentop L, Candau P, Florencio FJ. (1990) Purification and properties of glutamine synthetases from the cyanobacteria Synechocystis sp. strain PCC 6803 and Calothrix sp. strain PCC 7601. J. Bacteriol. 172:4732–4735. doi: 10.1128/jb.172.8.4732-4735.1990.

Medina M, Luquita A, Tejero J, Hermoso J, Mayoral T, Sanz-Aparicio J, Grever K, Gomez-Moreno C. (2001) Probing the determinants of coenzyme specificity in ferredoxin-NADP+ reductase by site-directed mutagenesis. J Biol Chem. 276:11902–11912. doi: 10.1074/jbc.M009287200.

Mi H, Klughammer C, Schreiber U. (2000) Light-induced dynamic changes of NADPH fluorescence in Synechocystis PCC 6803 and its ndhB-defective mutant M55. Plant Cell Physiol. 41:1129– 1135. doi: 10.1093/pcp/pcd038.

Michaelis L, Menten ML. (1913) Die Kinetik der Invertinwirkung. Biochem. Z. 49:333−369

Mock M, Schmid A, Bühler K, (2019) Photoautotrophic production of succinate via the oxidative branch of the tricarboxylic acid cycle influences glycogen accumulation in Synechocystis sp. PCC 6803. Algal Res. 43, 101645. doi: 10.1016/j.algal.2019.101645.

Moritz B, Striegel K, De Graaf AA, Sahm H. (2000) Kinetic properties of the glucose-6-phosphate and 6-phosphogluconate dehydrogenases from Corynebacterium glutamicum and their application for predicting pentose phosphate pathway flux in vivo. Eur. J. Biochem. 267:3442–3452. doi: 10.1046/j.1432-1327.2000.01354.x.

Müller GL, Drincovich MF, Andreo CS, Lara MV. (2008) Nicotiana tabacum NADP-malic enzyme: cloning, characterization and analysis of biological role. Plant Cell Physiol. 49:469–480. doi: 10.1093/pcp/pcn022.

Mullineaux CW. (2014) Co-existence of photosynthetic and respiratory activities in cyanobacterial thylakoid membranes. Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 1837:503–511. doi: 10.1016/j.bbabio.2013.11.017.

Muro-Pastor MI, Florencio FJ. (1992) Purification and properties of NADP-isocitrate dehydrogenase from the unicellular cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Eur. J. Biochem. 203:99–105. doi: 10.1111/j.1432-1033.1992.tb19833.x.

Nakajima T, Kajihata S, Yoshikawa K, Matsuda F, Furusawa C, Hirasawa T, Shimizu H. (2014) Integrated metabolic flux and omics analysis of Synechocystis sp. PCC 6803 under mixotrophic and photoheterotrophic conditions. Plant Cell Physiol. 55:1605–1612. doi: 10.1093/pcp/pcu091.

Nakajima T, Yoshikawa K, Toya Y, Matsuda F, Shimizu H. (2017) Metabolic flux analysis of the Synechocystis sp. PCC 6803 ΔnrtABCD mutant reveals a mechanism for metabolic adaptation to nitrogen-limited conditions. Plant Cell Physiol. 58:537–545. doi: 10.1093/pcp/pcw233.

Nishii M, Ito S, Katayama N, Osanai T. (2021) Biochemical elucidation of citrate accumulation in Synechocystis sp. PCC 6803 via kinetic analysis of aconitase. Sci Rep.11:17131. doi: 10.1038/s41598-021-96432-2.

Nunoura T, Chikaraishi Y, Izaki R, Suwa T, Sato T, Harada T, Mori K, Kato Y, Miyazaki M, Shimamura S, Yanagawa K, Shuto A, Ohkouchi N, Fujita N, Takaki Y, Atomi H, Takai K. (2018) A primordial and reversible TCA cycle in a facultatively chemolithoautotrophic thermophile. Science. 359:559–563. doi: 10.1126/science.aao3407.

Ogawa T, Suzuki K, Sonoike K. (2021) Respiration interacts with photosynthesis through the acceptor side of photosystem I, reflected in the dark-to-light induction kinetics of chlorophyll fluorescence in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Front Plant Sci. 12:717968. doi: 10.3389/fpls.2021.717968.

Oh MK, Rohlin L, Kao KC, Liao JC. (2002) Global expression profiling of acetate-grown Escherichia coli. J. Biol. Chem. 277:13175–13183. doi: 10.1074/jbc.M110809200.

Okino S, Noburyu R, Suda M, Jojima T, Inui M, Yukawa H. An efficient succinic acid production process in a metabolically engineered Corynebacterium glutamicum strain. (2008) Appl. Microbiol. Biotechnol. 81, 459–464. doi: 10.1007/s00253-008-1668-y.

Oliver NJ, Rabinovitch-Deere CA, CarrollAL, Nozzi NE, Case AE, Atsumi S. (2016) Cyanobacterial metabolic engineering for biofuel and chemical production. Curr. Opin. Chem. Biol. 35:43–50. doi: 10.1016/j.cbpa.2016.08.023.

Omata T, Murata N. (1984) Cytochromes and prenylquinones in preparations of cytoplasmic and thylakoid membranes from the cyanobacterium (blue-green alga) Anacystis nidulans. Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 766, 395–402. doi: 10.1016/0005-2728(84)90255-X.

Opheim D, Bernlohr RW. (1973) Purification and regulation of glucose-6-phosphate dehydrogenase from Bacillus licheniformis. J. Bacteriol. 116:1150–1159. doi: 10.1128/jb.116.3.1150-1159.1973.

Osanai T, Imashimizu M, Seki A, Sato S, Tabata S, Imamura S, Asayama M, Ikeuchi M, Tanaka K. (2009) ChlH, the H subunit of the Mg-chelatase, is an anti-sigma factor for SigE in Synechocystis sp. PCC 6803. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 106:6860–6865. doi: 10.1073/pnas.0810040106.

Osanai T, Kanesaki Y, Nakano T, Takahashi H, Asayama M, Shirai M, Kanehisa M, Suzuki I, Murata N, Tanaka K. (2005) Positive regulation of sugar catabolic pathways in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 by the group 2 sigma factor SigE. J Biol Chem. 280:30653–30659. doi: 10.1074/jbc.M505043200.

Osanai T, Numata K, Oikawa A, Kuwahara A, Iijima H, Doi Y, Tanaka K, Saito K, Hirai MY. (2013) Increased bioplastic production with an RNA polymerase sigma factor SigE during nitrogen starvation in Synechocystis sp. PCC 6803. DNA Res. 20, 525–535. doi: 10.1093/dnares/dst028.

Osanai T, Oikawa A, Azuma M, Tanaka K, Saito K, Hirai MY, Ikeuchi M. (2011) Genetic engineering of group 2 sigma factor SigE widely activates expressions of sugar catabolic genes in Synechocystis species PCC 6803. J Biol Chem 286:30962–30971. doi: 10.1074/jbc.M111.231183.

Osanai T, Oikawa A, Shirai T, Kuwahara A, Iijima H, Tanaka K, Ikeuchi M, Kondo A, Saito K, Hirai MY. (2014) Capillary electrophoresis-mass spectrometry reveals the distribution of carbon metabolites during nitrogen starvation in Synechocystis sp. PCC 6803. Environ. Microbiol. 16:512–524. doi: 10.1111/1462-2920.12170.

Osanai T, Shirai T, Iijima H, Nakaya Y, Okamoto M, Kondo A, Hirai MY. (2015) Genetic manipulation of a metabolic enzyme and a transcriptional regulator increasing succinate excretion from unicellular cyanobacterium. Front Microbiol 6:1064. doi: 10.3389/fmicb.2015.01064.

Özkul K, Karakaya H. (2015) Characterisation of an opcA mutant of the unicellular cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Curr. Microbiol. 71:572–578. doi: 10.1007/s00284-015-0889-4.

Pearce J, Carr NG. (1967) The metabolism of acetate by the blue-green algae, Anabaena variabilis and Anacystis nidulans. J Gen Microbiol. 49:301–313. doi: 10.1099/00221287-49-2-301.

Peschek GA, Obinger C, Paumann M. (2004) The respiratory chain of blue-green algae (cyanobacteria). Physiol. Plant. 120:358–369. doi: 10.1111/j.1399-3054.2004.00274.x.

Rauch B, Pahlke J, Schweiger P, Deppenmeier U. (2010) Characterization of enzymes involved in the central metabolism of Gluconobacter oxydans. Appl. Microbiol. Biotechnol. 88:711–718. doi: 10.1007/s00253-010-2779-9.

Rodriguez E, Navone L, Casati P, Gramajo H. (2012) Impact of malic enzymes on antibiotic and triacylglycerol production in Streptomyces coelicolor. Appl Environ Microbiol. 78:4571–4579. doi: 10.1128/AEM.00838-12.

Rozova ON, Khmelenina VN, Mustakhimov II, But SY, Trotsenko YA. (2019) Properties of malic enzyme from the aerobic methanotroph Methylosinus trichosporium. Biochemistry (Mosc). 84:390–397. doi: 10.1134/S0006297919040060.

Saha R, Liu D, Hoynes-O’Connor A, Liberton M, Yu J, Bhattacharyya-Pakrasi M, Balassy A, Zhang F, Moon TS, Maranas CD, Pakrasi HB. (2016) Diurnal regulation of cellular processes in the cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC 6803: insights from transcriptomic, fluxomic, and physiological analyses. mBio 7, e00464-16. doi: 10.1128/mBio.00464-16.

Scholl J, Dengler L, Bader L, Forchhammer K. (2020) Phosphoenolpyruvate carboxylase from the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 is under global metabolic control by PII signaling. Mol. Microbiol. 114:292–307. doi: 10.1111/mmi.14512.

Schuller JM, Birrell JA, Tanaka H, Konuma T, Wulfhorst H, Cox N, Schuller SK, Thiemann J, Lubitz W, Sétif P, Ikegami T, Engel BD, Kurisu G, Nowaczyk MM. (2019) Structural adaptations of photosynthetic complex I enable ferredoxin-dependent electron transfer. Science. 363:257–260. doi: 10.1126/science.aau3613.

Shiba H, Kawasumi T, Igarashi Y, Kodama T, Minoda Y. (1985). The CO2 assimilation via the reductive tricarboxylic acid cycle in an obligately autotrophic, aerobic hydrogen-oxidizing bacterium, Hydrogenobacter thermophilus. Arch. Microbiol. 141, 198–203. doi: 10.1007/BF00408058

Smith AJ, London J, Stanier RY. (1967) Biochemical basis of obligate autotrophy in blue-green algae and thiobacilli. J Bacteriol. 94:972–983. doi: 10.1128/jb.94.4.972-983.1967.

Tabei Y, Okada K, Tsuzuki M. (2007) Sll1330 controls the expression of glycolytic genes in Synechocystis sp. PCC 6803. Biochem Biophys Res Commun 355:1045–1050. doi: 10.1016/j.bbrc.2007.02.065.

Takeya M, Hirai MY, Osanai T. (2017) Allosteric inhibition of phosphoenolpyruvate carboxylases is determined by a single amino acid residue in cyanobacteria. Sci. Rep. 7:41080. doi: 10.1038/srep41080.

Takeya M, Ito S, Sukigara H, Osanai, T. (2018) Purification and characterisation of malate dehydrogenase from Synechocystis sp. PCC 6803: Biochemical barrier of the oxidative tricarboxylic acid cycle. Front. Plant. Sci. 9:947. doi: 10.3389/fpls.2018.00947.

Tasaka Y, Gombos Z, Nishiyama Y, Mohanty P, Ohba T, Ohki K, Murata, N. (1996) Targeted mutagenesis of acyl-lipid desaturases in Synechocystis: evidence for the important roles of polyunsaturated membrane lipids in growth, respiration and photosynthesis. EMBO J. 15:6416– 6425.

Tian J, Bryk R, Itoh M, Suematsu M, Nathan C. (2005) Variant tricarboxylic acid cycle in Mycobacterium tuberculosis: identification of alpha-ketoglutarate decarboxylase. Proc Natl Acad Sci U S A. 102:10670–10675. doi: 10.1073/pnas.0501605102.

TranNgoc K, Pham N, Lee C, Jang SH. (2019) Cloning, expression, and characterization of a psychrophilic glucose 6-phosphate dehydrogenase from Sphingomonas sp. PAMC 26621. Int. J. Mol. Sci. 20:E1362. doi: 10.3390/ijms20061362.

Ueda K, Nakajima T, Yoshikawa K, Toya Y, Matsuda F, Shimizu H. (2018) Metabolic flux of the oxidative pentose phosphate pathway under low light conditions in Synechocystis sp. PCC 6803. J. Biosci. Bioeng. 126:38–43. doi: 10.1016/j.jbiosc.2018.01.020.

Ungerer J, Ling T, Mark D, Maria G, Pin-Ching M, Jianping Y. (2012) Sustained photosynthetic conversion of CO2 to ethylene in recombinant cyanobacterium Synechocystis 6803. Energy Environ. Sci. 5, 8998–9006. doi: 10.1039/C2EE22555G

van der Woude AD, Angermayr SA, Puthan Veetil V, Osnato A, Hellingwerf KJ (2014) Carbon sink removal: Increased photosynthetic production of lactic acid by Synechocystis sp. PCC6803 in a glycogen storage mutant. J Biotechnol 184:100–102. doi: 10.1016/j.jbiotec.2014.04.029.

Veetil VP, Angermayr SA, Hellingwerf KJ. (2017) Ethylene production with engineered Synechocystis sp PCC 6803 strains. Microb Cell Fact. 16:34. doi: 10.1186/s12934-017-0645-5.

Wang B, Wang J, Zhang W, Meldrum DR. (2012) Application of synthetic biology in cyanobacteria and algae. Front Microbiol. 3:344. doi: 10.3389/fmicb.2012.00344.

Wang X, Lai C, Lei G, Wang F, Long H, Wu X, Chen J, Huo G, Li Z. (2018) Kinetic characterization and structural modeling of an NADP+-dependent succinic semialdehyde dehydrogenase from Anabaena sp. PCC7120. Int. J. Biol. Macromol. 108, 615–624. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2017.12.059.

Wang X, Lei G, Wu X, Wang F, Lai C, Li Z. (2017) Expression, purification and characterization of sll1981 protein from cyanobacterium Synechocystis sp. PCC6803. Protein Expr. Purif. 139:21–28. doi: 10.1016/j.pep.2017.07.013.

Wan N, DeLorenzo DM, He L, You L, Immethun CM, Wang G, Baidoo EEK, Hollinshead W, Keasling JD, Moon TS, Tang YJ. (2017) Cyanobacterial carbon metabolism: fluxome plasticity and oxygen dependence. Biotechnol. Bioeng. 114, 1593–1602. doi: 10.1002/bit.26287.

Wedding RT, Black MK, Pap D. (1976) Malate dehydrogenase and NAD malic enzyme in the oxidation of malate by sweet potato mitochondria. Plant Physiol. 58:740–743. doi: 10.1104/pp.58.6.740.

Werner A, Broeckling CD, Prasad A, Peebles CAM. (2019) A comprehensive time-course metabolite profiling of the model cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 under diurnal light:dark cycles. Plant. J. 99:379–388 . doi: 10.1111/tpj.14320.

Williams JGK. (1988) Construction of specific mutations in photosystem II photosynthetic reaction center by genetic engineering methods in Synechocystis 6803. Meth. Enzymol. 167:766– 778.doi:10.1016/0076-6879(88)67088-1

Xiong W, Brune D, Vermaas WF. (2014) The γ-aminobutyric acid shunt contributes to closing the tricarboxylic acid cycle in Synechocystis sp. PCC 6803. Mol Microbiol. 93:786–796. doi: 10.1111/mmi.12699.

Xiong W, Morgan JA, Ungerer J, Wang B, Maness PC, Yu J. (2015a) The plasticity of cyanobacterial metabolism supports direct CO2 conversion to ethylene. Nat Plants. 1:15053. doi: 10.1038/NPLANTS.2015.53.

Xiong W, Lee T-C, Rommelfanger S, Gjersing E, Cano M, Maness P-C, Ghirardi M, Yu J. (2015b) Phosphoketolase pathway contributes to carbon metabolism in cyanobacteria. Nat. Plants. 2, 15187. doi: 10.1038/nplants.2015.187.

Yin Y, Kirsch JF. (2007) Identification of functional paralog shift mutations: conversion of Escherichia coli malate dehydrogenase to a lactate dehydrogenase. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 17353–17357. doi: 10.1073/pnas.0708265104.

Yoshikawa K, Hirasawa T, Ogawa K, Hidaka Y, Nakajima T, Furusawa C, Shimizu H. (2013) Integrated transcriptomic and metabolomic analysis of the central metabolism of Synechocystis sp. PCC 6803 under different trophic conditions. Biotechnol. J. 8:571–580. doi: 10.1002/biot.201200235.

Yoshikawa K, Hirasawa T, Shimizu H. (2015) Effect of malic enzyme on ethanol production by Synechocystis sp. PCC 6803. J Biosci Bioeng. 119:82–84. doi: 10.1016/j.jbiosc.2014.06.001.

You L, He L, Tang YJ. (2015) Photoheterotrophic fluxome in Synechocystis sp. strain PCC 6803 and its implications for cyanobacterial bioenergetics. J. Bacteriol. 197, 943–950. doi: 10.1128/JB.02149-14.

Young JD, Shastri AA, Stephanopoulos G, Morgan JA. (2011) Mapping photoautotrophic metabolism with isotopically nonstationary 13C flux analysis. Metab. Eng. 13:656–665. doi: 10.1016/j.ymben.2011.08.002.

Yu Y, You L, Liu D, Hollinshead W, Tang YJ, Zhang F. (2013) Development of Synechocystis sp. PCC 6803 as a phototrophic cell factory. Mar Drugs. 11:2894–2916. doi: 10.3390/md11082894.

Zhang S, Bryant D.A. (2015) Biochemical validation of the glyoxylate cycle in the cyanobacterium Chlorogloeopsis fritschii strain PCC 9212. J. Biol.Chem. 290, 14019–14030. doi: 10.1074/jbc.M115.648170.

Zhang S, Bryant D.A. (2011) The tricarboxylic acid cycle in cyanobacteria. Science. 334:1551– 1553. doi: 10.1126/science.1210858.

Zhang Y, Beard KFM, Swart C, Bergmann S, Krahnert I, Nikoloski Z, Graf A, Ratcliffe RG, Sweetlove LJ, Fernie AR, Obata T. (2017) Protein-protein interactions and metabolite channelling in the plant tricarboxylic acid cycle. Nat Commun. 8:15212. doi: 10.1038/ncomms15212.

Zhou J, Zhang F, Meng H, Zhang Y, Li Y. (2016) Introducing extra NADPH consumption ability significantly increases the photosynthetic efficiency and biomass production of cyanobacteria. Metab Eng. 38:217-227. doi: 10.1016/j.ymben.2016.08.002.

Zhu T, Xie X. M, Li Z. M, Tan X. M, Lu X. F. (2015) Enhancing photosynthetic production of ethylene in genetically engineered Synechocystis sp PCC 6803. Green Chem. 17, 421–434. doi: 10.1039/C4GC01730G

Ziegler I. (1974) Malate dehydrogenase in Zea mays: properties and inhibition by sulfite. Biochim Biophys Acta. 364:28–37. doi: 10.1016/0005-2744(74)90129-6.

経済産業省資源エネルギー庁「石油統計速報令和3年6月分」https://www.meti.go.jp/statistics/tyo/sekiyuso/result/pdf/h2j581011j.pdf

製品評価技術基盤機構HP 「リグノセルロース系バイオマスの酵素糖化」2021年8月15日にアクセス https://www.nite.go.jp/nbrc/industry/other/biomass/knowledge/ligno_glucohydratase.html

日本原子力文化財団HP 「原子力・エネルギー図面表」2021年8月13日にアクセス https://www.ene100.jp/zumen

山下慶洋「第二世代バイオ燃料の可能性~食料問題とエネルギー問題の解決に向けて~」https://www.sangiin.go.jp/japanese/annai/chousa/rippou_chousa/backnumber/2009pdf/20090801075.pdf

参考文献をもっと見る

全国の大学の
卒論・修論・学位論文

一発検索!

この論文の関連論文を見る