リケラボ論文検索は、全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索できる論文検索サービスです。

リケラボ 全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索するならリケラボ論文検索大学・研究所にある論文を検索できる

リケラボ 全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索するならリケラボ論文検索大学・研究所にある論文を検索できる

大学・研究所にある論文を検索できる 「Quality assessment tests for tumorigenicity of human iPS cell-derived cartilage」の論文概要。リケラボ論文検索は、全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索できる論文検索サービスです。
リケラボ

コピーが完了しました

URLをコピーしました

論文の公開元へ論文の公開元へ
書き出し

Quality assessment tests for tumorigenicity of human iPS cell-derived cartilage

Takei, Yoshiaki 京都大学 DOI:10.14989/doctor.r13518

2022.11.24

概要

関節軟骨は再生能力に乏しい組織であり、外傷や変性等で損傷すると自然には治癒せずに、関節機能の障害を引き起こす。人工多能性幹細胞（iPS細胞）から作製した軟骨（以下、iPS細胞由来軟骨）は硝子軟骨様の特性を持ち、その移植は損傷軟骨を再生する治療法の候補の1つである。iPS細胞由来軟骨の作製には、リプログラミングによるiPS細胞の樹立に加えて、その軟骨への分化誘導に至る長い培養期間を要する。そのため臨床応用を目指す上で、iPS細胞由来軟骨の造腫瘍性のリスクを評価する必要がある。そこで、本研究ではiPS細胞由来軟骨を構成する細胞の増殖特性を解析し、造腫瘍性細胞の混在リスクを評価する手法を確立した。

　増殖特性の違いによる造腫瘍性細胞の検出感度を確認するために、造腫瘍性を持つことが知られているHeLa細胞をiPS細胞由来軟骨に添加した後に、酵素処理により単離回収した細胞の増殖速度を評価した。その結果、150mgのiPS細胞由来軟骨に100細胞のHeLa細胞を添加した群で、増殖速度の上昇が認められた。他方、150mgのiPS細胞由来軟骨にHeLa細胞を添加しなかった群では増殖速度の上昇は認められなかった。この結果から、iPS細胞由来軟骨に混在し得る造腫瘍性細胞がHeLa細胞と同程度の増殖速度を示すと仮定した場合、その混在量は100細胞／150mg未満であることが推定された。さらに、iPS細胞由来軟骨から単離回収した細胞を長期間培養したところ、造腫瘍性を持たない正常二倍体細胞の特徴である増殖停止と細胞老化マーカーの上昇を示すことが確認できた。

　次に、免疫不全ラットの膝関節に作製した骨軟骨欠損部にHeLa細胞を移植し、腫瘍形成を認めない細胞数を調べたところ、1膝あたり10,000細胞以下のHeLa細胞を移植した場合に腫瘍形成を認めなかった。この結果から、免疫不全ラットの膝関節がヒトの膝関節と同等の環境を持つと仮定し、iPS細胞由来軟骨に混在する造腫瘍性細胞がHeLa細胞と同程度の腫瘍形成能を有すると仮定した場合、腫瘍形成を認めない造腫瘍性細胞の上限は1膝あたり10,000細胞であることが示唆された。

　即ち、iPS細胞由来軟骨に混在し得る造腫瘍性細胞は100細胞／150mg未満であり、1膝あたり10,000細胞以下の造腫瘍性細胞の移植は腫瘍形成を認めないという結果から、1膝あたり最大15gまでのiPS細胞由来軟骨の移植が許容されると考えた。ただし、この造腫瘍性細胞の混在リスク評価の解釈は、「iPS細胞由来軟骨に含有される造腫瘍性細胞がHeLa細胞と同程度の増殖速度と腫瘍形成能を示す」、「免疫不全ヌードラットの膝関節がヒトの膝関節と同等の環境」という仮定の下に成立するため、臨床応用において移植するiPS細胞由来軟骨の量は、他の造腫瘍性リスク評価の結果も併せて総合的に、慎重に決定する必要がある。

論文の公開元へ

この論文で使われている画像

関連論文

関連論文をもっと見る

参考文献

1. Huey, D. J., Hu, J. C. & Athanasiou, K. A. Unlike bone, cartilage regeneration remains elusive. Science (New York) 338, 917–921. https://doi.org/10.1126/science.1222454 (2012).

2. Castro-Vinuelas, R. et al. Induced pluripotent stem cells for cartilage repair: Current status and future perspectives. Eur. Cell Mater. 36, 96–109. https://doi.org/10.22203/eCM.v036a08 (2018).

3. Chesterman, P. J. & Smith, A. U. Homotransplantation of articular cartilage and isolated chondrocytes. An experimental study in rabbits. J. Bone Joint Surg. Br. 50, 184–197 (1968).

4. Adkisson, H. D. et al. Immune evasion by neocartilage-derived chondrocytes: Implications for biologic repair of joint articular cartilage. Stem Cell Res. 4, 57–68. https://doi.org/10.1016/j.scr.2009.09.004 (2010).

5. Kimura, T., Yamashita, A., Ozono, K. & Tsumaki, N. Limited immunogenicity of human induced pluripotent stem cell-derived cartilages. Tissue Eng. Part A 22, 1367–1375. https://doi.org/10.1089/ten.TEA.2016.0189 (2016).

6. Erdmann, J. ISTO Technologies aims to rescue damaged joints. Chem. Biol. 18, 275–276. https://doi.org/10.1016/j.chemb iol.2011.03.003 (2011).

7. Farr, J., Tabet, S. K., Margerrison, E. & Cole, B. J. Clinical, radiographic, and histological outcomes after cartilage repair with par- ticulated juvenile articular cartilage: A 2-year prospective study. Am. J. Sports Med. 42, 1417–1425. https://doi.org/10.1177/03635 46514528671 (2014).

8. Tompkins, M. DeNovo NT allograft. Oper. Tech. Sports Med. 21, 82–89 (2013).

9. Adkisson, H. D. et al. The potential of human allogeneic juvenile chondrocytes for restoration of articular cartilage. Am. J. Sports Med. 38, 1324–1333. https://doi.org/10.1177/0363546510361950 (2010).

10. Kuroda, T., Yasuda, S. & Sato, Y. Tumorigenicity studies for human pluripotent stem cell-derived products. Biol. Pharm. Bull. 36, 189–192. https://doi.org/10.1248/bpb.b12-00970 (2013).

11. Ito, E. et al. Tumorigenicity assay essential for facilitating safety studies of hiPSC-derived cardiomyocytes for clinical application. Sci. Rep. 9, 1881. https://doi.org/10.1038/s41598-018-38325-5 (2019).

12. Kuroda, T. et al. Highly sensitive in vitro methods for detection of residual undifferentiated cells in retinal pigment epithelial cells derived from human iPS cells. PLoS ONE 7, e37342. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0037342 (2012).

13. Kusakawa, S. et al. Characterization of in vivo tumorigenicity tests using severe immunodeficient NOD/Shi-scid IL2Rgamma(null) mice for detection of tumorigenic cellular impurities in human cell-processed therapeutic products. Regener. Therapy 1, 30–37. https://doi.org/10.1016/j.reth.2014.12.001 (2015).

14. Yamashita, A. et al. Generation of Scaffoldless hyaline cartilaginous tissue from human iPSCs. Stem Cell Rep. 4, 404–418. https:// doi.org/10.1016/j.stemcr.2015.01.016 (2015).

15. Yamashita, A. et al. Statin treatment rescues FGFR3 skeletal dysplasia phenotypes. Nature 513, 507–511. https://doi.org/10.1038/ nature13775 (2014).

16. Hayflick, L. The limited in vitro lifetime of human diploid cell strains. Exp. Cell Res. 37, 614–636. https://doi.org/10.1016/0014- 4827(65)90211-9 (1965).

17. Hayflick, L. The cell biology of aging. Clin. Geriatr. Med. 1, 15–27 (1985).

18. Hayflick, L. & Moorhead, P. S. The serial cultivation of human diploid cell strains. Exp. Cell Res. 25, 585–621. https://doi. org/10.1016/0014-4827(61)90192-6 (1961).

19. Hasebe-Takada, N. et al. Application of cell growth analysis to the quality assessment of human cell-processed therapeutic products as a testing method for immortalized cellular impurities. Regener. Therapy 5, 49–54. https://doi.org/10.1016/j.reth.2016.06.005 (2016).

20. Kono, K. et al. Characterization of the cell growth analysis for detection of immortal cellular impurities in human mesenchymal stem cells. Biologicals 43, 146–149. https://doi.org/10.1016/j.biologicals.2014.11.007 (2015).

21. European medicines Agency EMEA/724428/2009 assessment report for ChondroCelect., (2009).

22. Organization, W. H. Recommendations for the evaluation of animal cell cultures as substrates for the manufacture of biological medicinal products and for the characterization of cell banks. World Health Organ. Tech. Rep. Ser. 978, 3 (2013).

23. Dixon, D., Heider, K. & Elwell, M. R. Incidence of nonneoplastic lesions in historical control male and female Fischer-344 rats from 90-day toxicity studies. Toxicol. Pathol. 23, 338–348. https://doi.org/10.1177/019262339502300310 (1995).

24. Dinse, G. E., Peddada, S. D., Harris, S. F. & Elmore, S. A. Comparison of NTP historical control tumor incidence rates in female Harlan sprague dawley and fischer 344/N rats. Toxicol. Pathol. 38, 765–775. https://doi.org/10.1177/0192623310373777 (2010).

25. Haseman, J. K., Hailey, J. R. & Morris, R. W. Spontaneous neoplasm incidences in Fischer 344 rats and B6C3F1 mice in two-year carcinogenicity studies: A National Toxicology Program update. Toxicol. Pathol. 26, 428–441. https://doi.org/10.1177/0192623398 02600318 (1998).

26. Aigner, T. et al. Histopathology atlas of animal model systems—overview of guiding principles. Osteoarthritis Cartilage 18(Suppl 3), S2-6. https://doi.org/10.1016/j.joca.2010.07.013 (2010).

27. Unni, K. K. & Inwards, C. Y. Dahlin’s Bone Tumors 6th edn. (Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, 2020).

28. 28Okita, K. et al. A more efficient method to generate integration-free human iPS cells. Nat Meth 8, 409–412, https://www.natur e.com/nmeth/journal/v8/n5/abs/nmeth.1591.html#supplementary-information (2011).

参考文献をもっと見る