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Degradation of Mutant Protein Aggregates within the Endoplasmic Reticulum of Vasopressin Neurons

宮田, 崇 名古屋大学

2021.04.23

概要

【緒言】
 小胞体(ER)は分泌タンパクおよび膜タンパクの折りたたみを担う細胞内小器官である。一方で、種々の要因により正常な構造に折りたたまれなかった異常タンパクがERに蓄積するとERストレスが生じる。ERストレスは神経変性疾患や糖尿病を始めとした多くの疾患の病態に関与している。一般にERに蓄積した異常タンパクはユビキチン-プロテアソーム系(UPS)によるER関連分解(ERAD)あるいはER-phagyにより分解されるが、いずれも異常タンパクをERから細胞質へ輸送あるいは隔離した後に分解が行われる。その一方で、ER内で凝集体を形成しERから細胞質へ輸送隔離されることのできなくなった異常タンパクに対してどのような分解機構が働くかは未だ明らかとなっていない。家族性中枢性尿崩症(FNDI)は、生後数ヶ月から数年で緩徐に進行する尿崩症症状を呈する常染色体優性遺伝性疾患であり、バソプレシン(AVP)ニューロンのERに変異ニューロフィジンII(NPII)が蓄積することによるERストレスが病態の主体である。我々はFNDIモデルマウスを作出しAVPニューロンのERの一部に凝集体が隔離された区画(ER-associated compartment: ERAC)が形成されることを見出し、さらにはERAC形成がERストレスを緩和する細胞保護的な機構であることを明らかにしてきた。ERストレスが病態に関与する他の疾患モデルでもFNDIマウスと同様にERACの形成が報告されていることから、ERACの形成は普遍的な機構であると考えられる。その一方で、ERAC内の異常タンパクの分解機構は未だ不明であり、その機序の解明はERストレス応答のさらなる理解に繋がると考えられる。

【目的】
 AVPニューロンにおける異常タンパク凝集体の分解機構を解明する。

【方法】
 (1)FNDIマウスの視索上核(SON)において、連続ブロック表面走査電子顕微鏡(SBF-SEM)を用いてAVPニューロンにおけるERACと周囲のオルガネラとの構造的関係性を解析した。(2)FNDIマウスのAVPニューロンにおいて、変異NPIIと正常NPII、ERシャペロンBiPおよびライソソーム関連分子LAMP2、cathepsin Dの細胞内局在を蛍光免染および免疫電顕により検討した。また、FNDI×GFP-LC3マウスを作出し、ファゴフォアのマーカーであるGFP-LC3の発現を、同じく蛍光免染および免疫電顕にて観察した。(3)FNDIマウスにオートファジー誘導薬のラパマイシン(Rapa)あるいはライソソーム阻害薬のクロロキン(CQ)を腹腔内注射にて1ヶ月間投与し、SONにおける封入体の数の変化を免疫組織化学にて検討した。

【結果】
 (1)SBF-SEMの解析により、FNDIマウスのAVPニューロンにおいてERACは小さな突起構造を有していることが観察された(図1A)。そのERACの突起構造と正常ERの連続性が確認され(図1B,C)、さらにはERACへのライソソームの融合が観察された(図1D,E)。(2)FNDIマウスの蛍光免染および免疫電顕において、変異NPIIがERAC内あるいはER内の凝集体に確認された一方で、正常NPIIは分泌顆粒内に認められた(図2A-G)。下垂体後葉では変異NPIIは確認されず、正常NPIIの発現のみが認められた(図2H,I)。また、ERACの膜構造にBiPの集積を認めた(図3A-E)。FNDI×GFP-LC3マウスの解析において、ERACの膜構造にGFP-LC3の発現が認められた(図3F-I)。さらにはERAC内にLAMP2、cathepsin Dが確認された(図4)。(3)ERACの数はRapa投与により有意に減少し、一方でCQ投与により有意に増加した(図5)。

【考察】
 ERACは、α1アンチトリプシン欠損症、ニューロセルピン封入体脳症、セイピノパチー、常染色体優性網膜色素変性症などの疾患モデルでも確認されている。これまでERACと正常ERとの連続性は明らかとされていなかったが、本研究でSBF-SEMを用いることによってその連続性が詳細に示された。
 免疫電顕による検討において、変異NPIIは分泌顆粒内には認められずERAC内に封じ込められていた。この結果は、様々なAVP遺伝子変異から生じた変異AVP前駆体がER内に蓄積しているという過去のin vivoおよびin vitroの結果と一致していると考えられた。
 今回の研究で、ERACはBiPおよびLC3が発現する膜に囲まれていること、ERACへのライソソームの融合しておりERAC内部にライソソーム関連分子が発現していること、さらには薬理学的解析によりERAC内の凝集体はライソソームによる分解を受けていることが示された。このER内部におけるライソソームによる分解(ERAC degradation)とmacro-ER-phagyの違いは、macro-ER-phagyではER内の異常タンパクはERの一部とともにファゴフォアで完全に隔離された後にライソソームが融合して分解している一方で、ERAC degradationではER内の異常タンパクはERから隔離されずにERの内部でライソソームにより分解されるという点である。また、ERACはSBF-SEMで電子密度の高い膜構造に囲まれており、またこの膜構造は免疫電顕においてLC3の発現が確認されていることから、ERACはファゴフォアの特徴を持つ膜構造に囲まれていると考えられ、この点においてERAC degradationはmicro-ER-phagyとも異なっている。以上のことから、ER内に蓄積した異常タンパクがER内部で分解されることが本研究において初めて示されたと言える。しかしながら、ERAC degradationにおいて、変異NPIIと同様にライソソームの加水分解酵素であるcathepsin DがERAC内に封じ込められ正常ERに広がっていかないメカニズムに関しては明らかとなっておらず、今後解明すべき課題である。
 過去に当研究グループの解析より、自由飲水下のFNDIマウスのAVPニューロンにおいては変異NPIIがERACに封じ込められている限りAVPニューロンにおいてmacro-ER-phagyおよび細胞死が誘導されない一方で、間歇脱水負荷を継続して与えたFNDIマウスのAVPニューロンでは変異NPIIの凝集体がER内腔全体に散らばり、やがてはオートファジー関連細胞死へ至ることが報告されている。以上を踏まえると、ERACの形成と同様にERAC degradationは、AVPニューロンを細胞死から保護するために必要不可欠なメカニズムであると考えられる。
 AVPニューロンにおいて、野生型AVP前駆体はUPSによる分解を受けることが報告されている。さらに最近の研究では、ERADにおけるE3リガーゼであるSel1L-Hrd1タンパク複合体を欠損させるとAVPニューロンのERにおいて著しい拡張ならびに野生型AVP前駆体の凝集体が蓄積し、AVP欠乏のために多尿を呈することが報告された。これらの報告からはERADがAVPニューロンの細胞機能の維持に必要不可欠であるといえるが、一方で本研究の結果は、AVPニューロンにおいて異常タンパク凝集体をERから細胞質へ輸送することなくER内部で分解するというERADとは別のメカニズムが存在することを示している。

【結語】
 FNDIマウスのAVPニューロンにおいて、ER内で凝集体を形成した異常タンパクは、ERから輸送隔離されることなく、ER内部でライソソームにより分解されていることが示された。

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参考文献

Arai, R., and Waguri, S. (2019). Improved electron microscopy fixation methods for tracking autophagy-associated membranes in cultured mammalian cells. Methods Mol. Biol. 1880, 211–221.

Arima, H., Azuma, Y., Morishita, Y., and Hagiwara, D. (2016). Central diabetes insipidus. Nagoya J. Med. Sci. 78, 349–358.

Axe, E.L., Walker, S.A., Manifava, M., Chandra, P., Roderick, H.L., Habermann, A., Griffiths, G., and Ktistakis, N.T. (2008). Autophagosome formation from membrane compartments enriched in phosphatidylinositol 3-phosphate and dynamically connected to the endoplasmic reticulum. J. Cell Biol. 182, 685–701.

Babey, M., Kopp, P., and Robertson, G.L. (2011). Familial forms of diabetes insipidus: clinical and molecular characteristics. Nat. Rev. Endocrinol. 7, 701–714.

Ben-Barak, Y., Russell, J.T., Whitnall, M., Ozato, K., and Gainer, H. (1984). Phylogenetic cross- reactivities of monoclonal antibodies produced against rat neurophysin. Cell Mol. Neurobiol. 4, 339–349.

Ben-Barak, Y., Russell, J.T., Whitnall, M.H., Ozato, K., and Gainer, H. (1985). Neurophysin in the hypothalamo-neurohypophysial system. I. Production and characterization of monoclonal antibodies. J. Neurosci. 5, 81–97.

Birk, J., Friberg, M.A., Prescianotto-Baschong, C., Spiess, M., and Rutishauser, J. (2009). Dominant pro-vasopressin mutants that cause diabetes insipidus form disulfide-linked fibrillar aggregates in the endoplasmic reticulum. J. Cell Sci. 122, 3994–4002.

Bisset, G.W., and Chowdrey, H.S. (1988). Control of release of vasopressin by neuroendocrine reflexes. Q. J. Exp. Physiol. 73, 811–872.

Braakman, I., and Bulleid, N.J. (2011). Protein folding and modification in the mammalian endoplasmic reticulum. Annu. Rev. Biochem. 80, 71–99.

Brownstein, M.J., Russell, J.T., and Gainer, H. (1980). Synthesis, transport, and release of posterior pituitary hormones. Science 207, 373–378.

Burbach, J.P., Luckman, S.M., Murphy, D., and Gainer, H. (2001). Gene regulation in the magnocellular hypothalamo-neurohypophysial system. Physiol. Rev. 81, 1197–1267.

Castino, R., Davies, J., Beaucourt, S., Isidoro, C., and Murphy, D. (2005). Autophagy is a prosurvival mechanism in cells expressing an autosomal dominant familial neurohypophyseal diabetes insipidus mutant vasopressin transgene. FASEB J 19, 1021–1023.

Chiang, W.C., Messah, C., and Lin, J.H. (2012). IRE1 directs proteasomal and lysosomal degradation of misfolded rhodopsin. Mol. Biol. Cell 23, 758–770.

Christensen, J.H., and Rittig, S. (2006). Familial neurohypophyseal diabetes insipidus–an update. Semin. Nephrol. 26, 209–223.

Cunningham, C.N., Williams, J.M., Knupp, J., Arunagiri, A., Arvan, P., and Tsai, B. (2019). Cells deploy a two-pronged strategy to rectify misfolded proinsulin aggregates. Mol. Cell 75, 442–456.e4.

Davies, J., and Murphy, D. (2002). Autophagy in hypothalamic neurones of rats expressing a familial neurohypophysial diabetes insipidus transgene. J. Neuroendocrinol. 14, 629–637.

Edwards, C.R., Kitau, M.J., Chard, T., and Besser, G.M. (1973). Vasopressin analogue DDAVP in diabetes insipidus: clinical and laboratory studies. Br. Med. J. 3, 375–378.

Forrester, A., De Leonibus, C., Grumati, P., Fasana, E., Piemontese, M., Staiano, L., Fregno, I., Raimondi, A., Marazza, A., Bruno, G., et al. (2019). A selective ER-phagy exerts procollagen quality control via a Calnexin-FAM134B complex. EMBO J. 38, e99847.

Fregno, I., Fasana, E., Bergmann, T.J., Raimondi, A., Loi, M., Solda, T., Galli, C., D’Antuono, R., Morone, D., Danieli, A., et al. (2018). ER-to- lysosome-associated degradation of proteasome-resistant ATZ polymers occurs via receptor-mediated vesicular transport. EMBO J. 37, e99259.

Fregno, I., and Molinari, M. (2018). Endoplasmic reticulum turnover: ER-phagy and other flavors in selective and non-selective ER clearance. F1000Res 7, 454.

Friberg, M.A., Spiess, M., and Rutishauser, J. (2004). Degradation of wild-type vasopressin precursor and pathogenic mutants by the proteasome. J. Biol. Chem. 279, 19441–19447.

Gidalevitz, T., Stevens, F., and Argon, Y. (2013). Orchestration of secretory protein folding by ER chaperones. Biochim. Biophys. Acta 1833, 2410–2424.

Graef, M., Friedman, J.R., Graham, C., Babu, M., and Nunnari, J. (2013). ER exit sites are physical and functional core autophagosome biogenesis components. Mol. Biol. Cell 24, 2918–2931.

Granell, S., Baldini, G., Mohammad, S., Nicolin, V., Narducci, P., and Storrie, B. (2008). Sequestration of mutated alpha1-antitrypsin into inclusion bodies is a cell-protective mechanism to maintain endoplasmic reticulum function. Mol. Biol. Cell 19, 572–586.

Guerriero, C.J., and Brodsky, J.L. (2012). The delicate balance between secreted protein folding and endoplasmic reticulum-associated degradation in human physiology. Physiol. Rev. 92, 537–576.

Hagen, M.C., Murrell, J.R., Delisle, M.B., Andermann, E., Andermann, F., Guiot, M.C., and Ghetti, B. (2011). Encephalopathy with neuroserpin inclusion bodies presenting as progressive myoclonus epilepsy and associated with a novel mutation in the Proteinase Inhibitor 12 gene. Brain Pathol. 21, 575–582.

Hagiwara, D., Arima, H., Morishita, Y., Wenjun, L., Azuma, Y., Ito, Y., Suga, H., Goto, M., Banno, R., Sugimura, Y., et al. (2014). Arginine vasopressin neuronal loss results from autophagy-associated cell death in a mouse model for familial neurohypophysial diabetes insipidus. Cell Death Dis. 5, e1148.

Hagiwara, D., Grinevich, V., and Arima, H. (2019). A novel mechanism of autophagy-associated cell death of vasopressin neurons in familial neurohypophysial diabetes insipidus. Cell Tissue Res. 375, 259–266.

Hamasaki, M., Furuta, N., Matsuda, A., Nezu, A., Yamamoto, A., Fujita, N., Oomori, H., Noda, T., Haraguchi, T., Hiraoka, Y., et al. (2013). Autophagosomes form at ER-mitochondria contact sites. Nature 495, 389–393.

Han, Y., Wang, S., Wang, Y., and Zeng, S. (2019). IGF-1 inhibits apoptosis of porcine primary granulosa cell by targeting degradation of Bim(EL). Int. J. Mol. Sci. 20, 5356.

Hayashi, M., Arima, H., Ozaki, N., Morishita, Y., Hiroi, M., Nagasaki, H., Kinoshita, N., Ueda, M., Shiota, A., and Oiso, Y. (2009). Progressive polyuria without vasopressin neuron loss in a mouse model for familial neurohypophysial diabetes insipidus. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 296, R1641–R1649.

Hayashi-Nishino, M., Fujita, N., Noda, T., Yamaguchi, A., Yoshimori, T., and Yamamoto, A. (2009). A subdomain of the endoplasmic reticulum forms a cradle for autophagosome formation. Nat. Cell Biol. 11, 1433–1437.

Hetz, C. (2012). The unfolded protein response: controlling cell fate decisions under ER stress and beyond. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13, 89–102.

Hiroi, M., Morishita, Y., Hayashi, M., Ozaki, N., Sugimura, Y., Nagasaki, H., Shiota, A., Oiso, Y., and Arima, H. (2010). Activation of vasopressin neurons leads to phenotype progression in a mouse model for familial neurohypophysial diabetes insipidus. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 298, R486–R493.

Ito, D., Yagi, T., Ikawa, M., and Suzuki, N. (2012). Characterization of inclusion bodies with cytoprotective properties formed by seipinopathy-linked mutant seipin. Hum. Mol. Genet. 21, 635–646.

Ito, M., and Jameson, J.L. (1997). Molecular basis of autosomal dominant neurohypophyseal diabetes insipidus. Cellular toxicity caused by the accumulation of mutant vasopressin precursors within the endoplasmic reticulum. J. Clin. Invest. 99, 1897–1905.

Ito, M., Yu, R.N., and Jameson, J.L. (1999). Mutant vasopressin precursors that cause autosomal dominant neurohypophyseal diabetes insipidus retain dimerization and impair the secretion of wild-type proteins. J. Biol. Chem. 274, 9029–9037.

Kabeya, Y., Mizushima, N., Ueno, T., Yamamoto, A., Kirisako, T., Noda, T., Kominami, E., Ohsumi, Y., and Yoshimori, T. (2000). LC3, a mammalian homologue of yeast Apg8p, is localized in autophagosome membranes after processing. EMBO J. 19, 5720–5728.

Kaufman, R.J. (1999). Stress signaling from the lumen of the endoplasmic reticulum: coordination of gene transcriptional and translational controls. Genes Dev. 13, 1211–1233.

Ludwig, M., and Leng, G. (2006). Dendritic peptide release and peptide-dependent behaviours. Nat. Rev. Neurosci. 7, 126–136.

Mizushima, N., and Komatsu, M. (2011). Autophagy: renovation of cells and tissues. Cell 147, 728–741.

Mizushima, N., Yamamoto, A., Matsui, M., Yoshimori, T., and Ohsumi, Y. (2004). In vivo analysis of autophagy in response to nutrient starvation using transgenic mice expressing a fluorescent autophagosome marker. Mol. Biol. Cell 15, 1101–1111.

Morishita, Y., Arima, H., Hiroi, M., Hayashi, M., Hagiwara, D., Asai, N., Ozaki, N., Sugimura, Y., Nagasaki, H., Shiota, A., et al. (2011). Poly(A) tail length of neurohypophysial hormones is shortened under endoplasmic reticulum stress. Endocrinology 152, 4846–4855.

Omari, S., Makareeva, E., Roberts-Pilgrim, A., Mirigian, L., Jarnik, M., Ott, C., Lippincott- Schwartz, J., and Leikin, S. (2018). Noncanonical autophagy at ER exit sites regulates procollagen turnover. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 115, E10099– e10108.

Pow, D.V., and Morris, J.F. (1989). Dendrites of hypothalamic magnocellular neurons release neurohypophysial peptides by exocytosis. Neuroscience 32, 435–439.

Qi, L., Tsai, B., and Arvan, P. (2017). New insights into the physiological role of endoplasmic reticulum-associated degradation. Trends Cell Biol. 27, 430–440.

Saliba, R.S., Munro, P.M., Luthert, P.J., and Cheetham, M.E. (2002). The cellular fate of mutant rhodopsin: quality control, degradation and aggresome formation. J. Cell Sci. 115, 2907– 2918.

Sausville, E., Carney, D., and Battey, J. (1985). The human vasopressin gene is linked to the oxytocin gene and is selectively expressed in a cultured lung cancer cell line. J. Biol. Chem. 260, 10236– 10241.

Schroder, M., and Kaufman, R.J. (2005). ER stress and the unfolded protein response. Mutat. Res. 569, 29–63.

Schultz, M.L., Krus, K.L., Kaushik, S., Dang, D., Chopra, R., Qi, L., Shakkottai, V.G., Cuervo, A.M., and Lieberman, A.P. (2018). Coordinate regulation of mutant NPC1 degradation by selective ER autophagy and MARCH6- dependent ERAD. Nat. Commun. 9, 3671.

Shi, G., Somlo, D.R.M., Kim, G.H., Prescianotto-Baschong, C., Sun, S., Beuret, N., Long, Q., Rutishauser, J., Arvan, P., Spiess, M., et al. (2017). ER-associated degradation is required for vasopressin prohormone processing and systemic water homeostasis. J. Clin. Invest. 127, 3897–3912.

Si-Hoe, S.L., De Bree, F.M., Nijenhuis, M., Davies, J.E., Howell, L.M., Tinley, H., Waller, S.J., Zeng, Q., Zalm, R., Sonnemans, M., et al. (2000). Endoplasmic reticulum derangement in hypothalamic neurons of rats expressing a familial neurohypophyseal diabetes insipidus mutant vasopressin transgene. FASEB J. 14, 1680–1684.

Smith, M., and Wilkinson, S. (2017). ER homeostasis and autophagy. Essays Biochem. 61, 625–635.

Smith, M.H., Ploegh, H.L., and Weissman, J.S. (2011). Road to ruin: targeting proteins for degradation in the endoplasmic reticulum. Science 334, 1086–1090.

Song, S., Tan, J., Miao, Y., and Zhang, Q. (2018). Crosstalk of ER stress-mediated autophagy and ER-phagy: involvement of UPR and the core autophagy machinery. J. Cell Physiol. 233, 3867– 3874.

Uemura, T., Yamamoto, M., Kametaka, A., Sou, Y.S., Yabashi, A., Yamada, A., Annoh, H., Kametaka, S., Komatsu, M., and Waguri, S. (2014). A cluster of thin tubular structures mediates transformation of the endoplasmic reticulum to autophagic isolation membrane. Mol. Cell Biol. 34, 1695–1706.

Vakifahmetoglu-Norberg, H., Xia, H.G., and Yuan, J. (2015). Pharmacologic agents targeting autophagy. J. Clin. Invest. 125, 5–13.

Wang, S., and Kaufman, R.J. (2012). The impact of the unfolded protein response on human disease. J. Cell Biol. 197, 857–867.

Wilkinson, S. (2019). ER-phagy: shaping up and destressing the endoplasmic reticulum. FEBS J. 286, 2645–2663.

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