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書き出し

チョウ目昆虫カイコの休眠制御関連遺伝子の探索

江木, 雄一 エギ, ユウイチ 神戸大学

2023.03.25

概要

Kobe University Repository : Kernel
PDF issue: 2024-05-09

チョウ目昆虫カイコの休眠制御関連遺伝子の探索

江木, 雄一
(Degree)
博士(農学)

(Date of Degree)
2023-03-25

(Date of Publication)
2024-03-01

(Resource Type)
doctoral thesis

(Report Number)
甲第8661号

(URL)
https://hdl.handle.net/20.500.14094/0100482409
※ 当コンテンツは神戸大学の学術成果です。無断複製・不正使用等を禁じます。著作権法で認められている範囲内で、適切にご利用ください。

博士論文

チョウ目昆虫カイコの休眠制御関連遺伝子の探索

2023 年 1 月
神戸大学大学院
生命機能科学専攻

農学研究科
農環境生物学講座

昆虫分子機能科学研究室
171A551A

江木雄一

本稿に含まれる出版論文の目録

第2章は次の論文からなる。
Egi Y., Akitomo S., Fujii T., Banno Y. and Sakamoto K. (2014) Silkworm strains that can be
clearly destined towards either embryonic diapause or direct development by adjusting a
single ambient parameter during the preceding generation. Entomological Science, 17, 396399.

第3章は次の論文からなる。
Akitomo S.*, Egi Y.*, Nakamura Y., Suetsugu Y., Oishi K. and Sakamoto K. (2017)
Genome-wide microarray screening for Bombyx mori genes related to transmitting the
determination outcome of whether to produce diapause or nondiapause eggs. Insect Science,
24, 187-193. *Equal contribution.

第4章は次の論文からなる。
Egi Y. and Sakamoto K. (2022) Genome-wide screening of genes involved in programming
diapause in the next generation in silkworm, Bombyx mori (Lepidoptera: Bombycidae).
European Journal of Entomology, 119, 405-412.

i

目次

第1章

序論 ......................................................................................................................... 1

第2章

休眠制御可能なカイコ系統の選別 ................................................................... 11
背景....................................................................................................................... 11
材料と方法........................................................................................................... 12
結果....................................................................................................................... 13
考察....................................................................................................................... 19

第3章

DNA マイクロアレイ解析を用いたカイコの休眠制御関連遺伝子の検索 . 22
背景 ....................................................................................................................... 22
材料と方法 ........................................................................................................... 24
結果 ....................................................................................................................... 28
考察 ....................................................................................................................... 34

第4章

CAGE 解析を用いたカイコの休眠制御関連遺伝子の検索 ........................... 37
背景 ....................................................................................................................... 37
材料と方法 ........................................................................................................... 39
結果 ....................................................................................................................... 43
考察 ....................................................................................................................... 55
図表(補足) ....................................................................................................... 58

第5章

総合考察 ............................................................................................................... 68

要旨 ....................................................................................................................................... 75
謝辞 ....................................................................................................................................... 79
参考文献 ............................................................................................................................... 80

ii

第1章
序論

昆虫の休眠について
昆虫の多くは、高温や乾燥、低温等にさらされる成長に不適切な季節を、休眠と
いう代謝を極端に抑えた生理状態でやり過ごす。生存に不利な季節の到来を予測し
て、事前に能動的に発育を停止させることが休眠の特徴である。昆虫は休眠に入る
と、エネルギー蓄積関連の代謝系や、老化や環境ストレスへの防御機能を活性化さ
せることで苛酷な環境に対する耐性を向上させ、厳しい季節が続く間は休眠状態を
維持する(Denlinger 2002)。体の小さい変温動物である昆虫は、休眠という仕組み
を獲得することで、温帯および高緯度地方への分布域の拡大が可能となったと考え
られる。
昆虫がどの発達段階で休眠に入るかは、種ごとに決まっている。卵、幼虫、蛹ま
たは成虫のいずれの場合もある(表 1-1)(Denlinger 2002, Mori et al. 1981, Miki et al.
2020, Saunders 1966, Tanaka 1966, Moribayashi 1950, 石黒ら 2015, Ikeno et al. 2010)。
表 1-1. 各昆虫の休眠ステージ
休眠ステージ

幼虫

成虫


カイコ(Bombyx mori)、ヒトスジシマカ(Aedes albopictus)
タンボコオロギ(Modicogryllus siamensis)、キョウソヤドリコバチ(Nasonia
vitripennis)
サクサン(Antheraea pernyi)、ニクバエ(Boettcherisca peregrina)
コガタルリハムシ(Gastrophysa atrocyanea)、ホソヘリカメムシ(Riptortus
pedestris)

1

休眠を誘導する環境情報には、日長、気温、餌の組成等があることが知られている
が、多くの昆虫では、季節変化を予測する指標として、気象条件に左右される気温
よりも、周囲の環境からの影響を受けない日長が利用されることが多い(Denlinger
et al. 2012)。例えば、蛹で休眠して越冬するタバコスズメガ(Manduca sexta)では、
卵期と幼虫期に経験する短日が蛹休眠を誘導する(ソーンダース 1981)。昆虫では、
複眼や単眼といった視覚系だけでなく、脳でも日長情報を受容する種が存在する
(ソーンダース 1981, Numata et al. 1997)。サクサン(Antheraea pernyi)、カイコ
(Bombyx mori)、アブラムシ(Megoura viciae)などは脳で、ホソヘリカメムシ
(Riptortus pedestris)やタンボコオオロギ(Modicogryllus siamensis)などは複眼で日
長情報を受容することが知られている(Williams and Adkisson 1964, Numata et al.
1997, Tomioka and Sakamoto 2007)。受容した環境情報を統合して休眠モードがプロ
グラムされると、そのプログラムをもとに内分泌系が調節される。内分泌系に関し
ては、幼若ホルモン(JH)、エクダイソン、前胸腺刺激ホルモン(PTTH)を介し
た休眠誘導過程が明らかにされている(Denlinger et al. 2012)。休眠誘導に関与する
ホルモンとその働き方は、種によって異なっている。ニカメイチュウ(Chilo
suppressalis)では JH の分泌によって幼虫休眠が誘導されるが(Yagi and Fukaya
1974)、ホソヘリカメムシでは JH の分泌抑制によって成虫休眠が誘導される
(Ikeno et al. 2010)。一方、ニクバエ(Sarcophaga argyrostoma)の蛹休眠やマイマ
イガ(Lymantria dispar)の幼虫休眠は、エクダイソンの分泌抑制によって誘導され
る(Richard et al. 1987, Denlinger et al. 1997)。
以上のように、環境情報の受容系と内分泌系に関しては研究が進んでいる。一方、
受容した環境情報を統合して休眠モードを決定する機構については、時計遺伝子の
2

RNA 干渉(RNAi)による機能抑制が日長応答性を撹乱させることから、日長の測
定に概日時計が関与することが示唆されている(Sakamoto et al. 2011, Ikeno et al.
2010)。また、最近の研究から、アカイエカ(Culex pipiens)ではインスリンシグナ
ル伝達系が、タンボコオロギでは JH シグナル伝達系が日長依存的な休眠制御関与
することが示唆されている(Sim and Denlinger 2009, Miki et al. 2020)。しかし、環
境刺激に依存的な休眠制御機構は外因性休眠において最も重要な仕組みであるにも
関わらず、その分子メカニズムに対する包括的な説明はまだなされていない。

カイコの休眠について
カイコは、数千年前に家畜化され、有用な絹糸昆虫として利用されてきた。カイ
コは飼育が容易であり、発育が斉一な個体を大量に準備することができる。そして、
大きな体サイズは解剖に向いており、バイオハザードの心配がないため、扱いが容
易である。カイコは実験動物としての利点が多いので、遺伝学、生理学のモデル動
物として古くから研究されており、遺伝情報や生理情報に関する知見が豊富である。
また、カイコは、チョウ目農業害虫とのゲノム類似性が高いことから、チョウ目害
虫のモデル動物とされている。最近では、薬物動態機構に哺乳類との共通性がある
ことが分かり、創薬研究のモデルとして活用されることも期待されている(Panthee
et al. 2017)。
カイコは卵で、つまり胚発生初期に細胞分裂が停止された状態で休眠する。カイ
コの卵休眠は、母性制御されている。外因性休眠を行う二化性の系統では、母蛾の
卵期と幼虫期に受容した環境情報が統合されて次世代卵の休眠モードが決定される
(Kogure 1933, Yamashita and Hasegawa 1966)。そして、決定された休眠モードをも
3

とに蛹期の内分泌系が調節され、休眠ホルモンの分泌の有無によって次世代卵が休
眠化または非休眠化される(図 1-1)(Fukuda 1951, 1952)。

図 1-1. 母親による次世代卵の休眠制御モデル
概日時計

卵期、幼虫期
日長(光)
気温

光受容器


休眠決定中枢
環境情報の統合
休眠決定スイッチ

食餌

蛹期
内分泌系
次世代卵の
休眠化/非休眠化

卵休眠を誘導する刺激には、日長、気温、餌の組成等がある。母親の、卵期の高
温条件や幼虫期の短日条件が次世代卵の休眠化を誘導し、卵期が低温条件の場合や
幼虫期が長日条件の場合は非休眠卵となる傾向がある(Kogure 1933)。環境情報の
1

受容系については、前述したように、幼虫期の日長情報が脳の光受容器によって受
容される(Numata et al. 1997)。一方、卵期では、温度情報の受容に温度感受性

TRP チャネルが関与することが示唆されている(Sato et al. 2014)。また、桑葉と人
工飼料を用いた飼育実験から、餌の組成が次世代卵の休眠誘導に影響を与えること
が報告されている(Tsuchida and Yoshitake 1979)。カイコでは、組織培養実験等か
ら、休眠決定中枢が幼虫の脳に存在することが示されている(Hasegawa and Shimizu
1987)。
カイコは古くから休眠研究に用いられており、環境情報の入力系と内分泌系に関
しては研究が進んでいる。しかし、休眠決定機構に関しては未だに不明な部分が多
い。現在のところ、カイコでも日長の測定に概日時計が関与することが示唆されて
4

いるが(Ikeda et al. 2019)、他の昆虫において制御因子と考えられているインスリ
ンシグナル伝達系や JH シグナル伝達系の関与は確認されていない。
カイコの休眠研究から得られる成果は、昆虫の休眠制御メカニズムの解明に貢献
するだけでなく、産業分野への応用も期待される。休眠制御メカニズムを作用点と
する新たな害虫防除方法の開発や、カイコの飼育や保存等の管理事業の効率化に寄
与できる。以上の理由から、カイコの休眠制御機構の分子メカニズムを解明するこ
とは重要であると考えられる。

5

研究の流れ
カイコの休眠制御機構の分子メカニズムを解明するために、本研究では、網羅的
な遺伝子発現解析技術である DNA マイクロアレイ解析と CAGE 解析を用いて、休
眠制御関連遺伝のスクリーニングを試みた。
スクリーニングを行うにあたり、「休眠制御関連遺伝子は、休眠卵産下個体と非
休眠卵産下個体の間で発現差異を示す」という仮説を立てた。そこでまず、休眠誘
導刺激を調節して、休眠卵産下個体群(休眠群)と非休眠卵産下個体群(非休眠群)
を作成する。次に、2つの実験群間で、休眠制御中枢が存在する幼虫脳内の遺伝子
発現プロファイルを比較し、発現差異遺伝子を検索する。しかし、この方法では、
休眠制御とは関係のない遺伝子も多く含まれる可能性があり、候補遺伝子の絞り込
みが困難になる。例えば、温度を休眠誘導刺激として使用すると、休眠制御とは無
関係な温度依存的に発現変動を示す遺伝子も応答してしまう。休眠制御に関与しな
いこうした遺伝子を除去するために、本研究では、次の方法でスクリーニングを行
った(図 1-2)。実験グループごとに異なる刺激で休眠を誘導し、各実験グループ内
で休眠群と非休眠群の間で、発現差異を示す遺伝子を検索する。次に、各実験グル
ープから得られた発現差異遺伝子のうち、いずれの実験グループにも共通する遺伝
子を絞り込む。つまり、ここでは「休眠制御関連遺伝子は、休眠誘導刺激の種類に
かかわらず同じ発現変動パターン(増加または減少)を示す」という仮説を立てて
いる。

6

図 1-2. スクリーニングの方法

各実験グループでは、
それぞれ異なる刺激を1つだけ調節して、休眠群と非休眠群を作成する。
卵期の温度を調節する
実験グループ

卵期の明るさを調節する
実験グループ

幼虫期の日長を調節する
実験グループ

休眠群と非休眠群の間で発現差異遺伝子を検索する。

発現差異
遺伝子群
(卵期の温度)

発現差異
遺伝子群
(卵期の明るさ)

発現差異
遺伝子群
幼虫期の日長



異なる実験グループに共通する遺伝子を絞り込む。

発現差異遺伝子群
(卵期の明るさ)

発現差異遺伝子群
(卵期の温度)

発現差異遺伝子群
(幼虫期の日長)

休眠制御関連遺伝子の候補
刺激の種類にかかわらず、いずれの刺激に対しても同じ発現変動パターンを示す遺伝子。

7

本研究では最初に、スクリーニングに必要となる、休眠制御可能な系統の選別か
ら着手した。二化性系統を対象として、卵期の温度、卵期の明るさ、および幼虫期
の日長を調節して、休眠応答性を調べた。そして、3 種類の刺激のいずれに対して
も厳密な休眠制御が可能な系統を選別した。
スクリーニングでは、ゲノムワイドな遺伝子発現の解析に、DNA マイクロアレ
イ解析と CAGE 解析を使用した。実験に用いた休眠誘導刺激は、DNA マイクロア
レイ解析を使用したスクリーニングでは、卵期の温度、または卵期の明るさの2種
類、そして、CAGE 解析を使用したスクリーニングでは、卵期の温度、卵期の明る
さ、または幼虫期の日長の3種類であった。CAGE 解析を用いたスクリーニングか
ら得られた候補遺伝子に対しては RNAi 実験を行い、休眠制御に本質的に関与して
いるかどうかを検証した。

8

論文の構成
第2章では、スクリーニングに必要となるカイコ系統の選別と飼育条件の確立に
ついて述べる。二化性と考えられている 10 系統を対象とし、卵期の温度、卵期の明
るさ、及び幼虫期の日長を調節して、休眠応答性を調べた。3種類の刺激のいずれ
に対しても厳密な休眠制御が可能な系統を選別した

第3章では、DNA マイクロアレイ解析を使用したスクリーニングについて述べ
る。休眠誘導刺激として、卵期の明るさ、または卵期の温度を用いた2つの実験グ
ループを作成した。各実験グループ内で、幼虫脳内の遺伝子発現プロファイルを、
休眠群と非休眠群間で DNA マイクロアレイ解析を使用して比較解析し、発現パタ
ーンが異なる遺伝子群を検索した。そして、休眠誘導刺激の異なる2つの実験グル
ープで、同様な発現変動パターンを示す遺伝子を絞りこんだ。

第4章では、CAGE 解析を使用したスクリーニングについて述べる。休眠誘導刺
激として、卵期の明るさ、卵期の温度、または幼虫期の日長を用いた3つの実験グ
ループを作成した。各実験グループ内で、幼虫脳内の遺伝子発現プロファイルを、
休眠群と非休眠群間で CAGE 解析を使用して比較解析し、発現パターンが異なる遺
伝子群を検索した。そして、休眠誘導刺激の異なる3つの実験グループで、同様な
発現変動パターンを示す遺伝子を絞りこんだ。得られた候補遺伝子に対しては、
RNAi による機能解析を行った。

9

第5章では、第2-4章の内容をもとに、スクリーニングから得られた候補遺伝子
についての総合的な考察を述べる。

10

第2章
休眠制御可能なカイコ系統の選別

背景
カイコは卵で休眠し、二化性系統では、母親が卵期と幼虫期に経験した環境刺激
をもとに次世代卵の休眠モードが決定される(Kogure 1933, Yamashita and Hasegawa
1966)。第1章で述べたように、本研究では休眠制御関連遺伝子を検索するために、
休眠卵産下群(休眠群)と非休眠卵産下群(非休眠群)の間で発現差異を示す遺伝
子をスクリーニングする。実験群を作成するためには、厳密な休眠制御が可能な系
統、つまり適当な刺激を与えることで次世代卵の休眠率を 0%(非休眠)または
100%(休眠)に制御できる系統が必要である。
本章では、スクリーニングに必要なカイコ系統を選別した過程とその結果につい
て述べる。二化性の 10 系統に対して、母親の卵期および幼虫期の環境条件(卵期の
温度と明るさ、および幼虫期の日長)を調節して次世代卵の休眠応答性を調べ、
我々の実験室環境で厳密な休眠制御が行える系統を選別した。 ...

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参考文献

Ai J.W., Zhu Y., Duan J., Yu Q.Y., Zhang G.J., Wan F. and Xiang Z.H. (2011) Genome-wide

analysis of cytochrome P450 monooxygenase genes in the silkworm, Bombyx mori. Gene,

480, 42-50.

Ashok M., Turner C. and Wilson T.G. (1998) Insect juvenile hormone resistance gene

homology with the bHLH-PAS family of transcriptional regulators. Proceedings of the

National Academy of Sciences of the United States of America, 95, 2761-2766.

Carninci P., Westover A., Nishiyama Y., Ohsumi T., Itoh M., Nagaoka S., Sasaki N.,

Okazaki Y., Muramatsu M., Schneider C. and Hayashizaki Y. (1997) High efficiency

selection of full-length cDNA by improved biotinylated cap trapper. DNA Research, 4, 6166.

Charles J.P., Iwema T., Epa V.C., Takaki K., Rynes J. and Jindra M. (2011) Ligand-binding

properties of a juvenile hormone receptor, Methoprene-tolerant. Proceedings of the

National Academy of Sciences of the United States of America, 108, 21128-21133.

Delanoue R., Slaidina M. and Leopold P. (2010) The steroid hormone ecdysone controls

systemic growth by repressing dMyc function in Drosophila fat cells. Developmental Cell,

18, 1012-2021.

Denlinger D.L. (2002) Regulation of diapause. Annual Review of Entomology, 47, 93-122.

Denlinger D.L. and Armbruster P.A. (2014) Mosquito diapause. Annual Review of

Entomology, 59, 73-93.

Denlinger D.L., Valaitis A.P. and Lee K.Y. (1997) Further evidence that diapause in the

gypsy moth, Lymantria dispar, is regulated by ecdysteroids: a comparison of diapause and

nondiapause strains. Journal of Insect Physiology, 43, 897-903.

80

Denlinger D.L., Yocum G.D. and Rinehart J.P. (2012) Hormonal control of diapause. Insect

Endocrinology (ed. L.I. Gilbert), 430-463. Academic Press, London.

Egi Y., Akitomo S., Fujii T., Banno Y. and Sakamoto K. (2014) Silkworm strains that can be

clearly destined towards either embryonic diapause or direct development by adjusting a

single ambient parameter during the preceding generation. Entomological Science, 17,

396-399.

Forrest A.R.R., Kawaji H., Rehli M., Baillie J.K., de Hoon M.J.L., Harberle V. et al. (2014)

A promoter-level mammalian expression atlas. Nature, 507, 462-470.

Fukuda S. (1951) The production of the diapause eggs by transplanting the suboesophageal

ganglion in the silkworm. Proceedings of the Japan Academy, 27, 672-677.

Fukuda S. (1952) Function of the pupal brain and suboesophageal ganglion in the production

of non-diapause eggs in the silkworm. Annotationes Zoologicae Japonenses, 25, 149-155.

Gharib B., Legay J.M. and De Reggi M. (1981) Potentiation of developmental abilities of

diapausing eggs of Bombyx mori by 20-hydroxyecdysone. Journal of Insect Physiology,

27, 711-713.

Guittard E., Blais C., Maria A., Parvy J.P., Pasricha S., Lumb C., Lafont R., Daborn P.J. and

Dauphin-Villenmant C. (2011) CYP18A1, a key enzyme of Drosophila steroid hormone

inactivation, is essential for metamorphosis. Developmental Biology, 349, 35-45.

Haberle V., Forrest A.R.R., Hayashizaki Y., Carninci P. and Lenhard B. (2015) CAGEr:

precise TSS data retrieval and high-resolution promoterome mining for integrative

analyses. Nucleic Acids Research, 43, e51.

Hasegawa K. and Shimizu I. (1987) In vivo and in vitro photoperiodic induction of diapause

using isolated brain-suboesophageal ganglion complexes of the silkworm, Bombyx mori.

Journal of Insect Physiology, 33, 959-966.

81

Hou Z., Gangjee A. and Matherly L.H. (2022) The evolving biology of the proton-coupled

folate transporter: New insights into regulation, structure, and mechanism. The FASEB

Journal, 36, e22164.

Ikeda K., Daimon T., Sezutsu H., Udaka H. and Numata H. (2019) Involvement of the Clock

Gene period in the Circadian Rhythm of the Silkmoth Bombyx mori. Journal of Biological

Rhythms, 34, 283-292.

Ikeno T., Tanaka S., Numata H. and Goto S.G. (2010) Photoperiodic diapause under the

control of circadian clock genes in an insect. BMC Biology, 8, 116.

石黒 慎一, 小島 信幸, 鈴木 幸一 (2015) コガタルリハムシの成虫休眠機構. 蚕糸・昆虫

バイオテック, 84, 145-154.

Itoh M., Kojima M., Nagao-Sato S., Saijo E., Lassmann T., Kanamori-Katayama M., Kaiho

A., Lizio M., Kawaji H., Carninci P., Forest R.R.A. and Hayashizaki Y. (2012) Automated

workflow for preparation of cDNA for cap analysis of gene expression on a single

molecule sequencer. PLos One, 7, e30809.

Jiang X.F., Huang S.H. and Luo L.Z. (2011) Juvenile hormone changes associated with

diapause induction, maintenance, and termination in the beet webworm, Loxostege

sticticalis (Lepidoptera: Pyralidae). Archives of Insect Biochemistry and Physiology, 77,

134-144.

Kanamori-Katayama M., Itoh M., Kawaji H., Lassmann T., Katayama S., Kojima M., Bertin

N., Kaiho A., Ninomiya N., Daub C.O., Carninci P., Forest R.R.A. and Hayashizaki Y.

(2011) Unamplified cap analysis of gene expression on a single-molecule sequencer.

Genome Research, 21, 1150-1159.

Kayukawa T., Minakuchi C., Namiki T., Togawa T., Yoshiyama M., Kamimura M., Mita K.,

Imanishi S., Kiuchi M., Ishikawa Y. and Shinoda T. (2012) Transcriptional regulation of

juvenile hormone-mediated induction of Krüppel homolog 1, a repressor of insect

82

metamorphosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of

America, 109, 11729-11734.

Kayukawa T., Murata M., Kobayashi I., Muramatsu D., Okada C., Uchino K., Sezutsu H.,

Kiuchi M., Tamura T., Hiruma K., Ishikawa Y. and Shinoda T. (2014) Hormonal

regulation and developmental role of Krüppel homolog 1, a repressor of metamorphosis, in

the silkworm Bombyx mori. Developmental Biology, 388, 48-56.

Kodzius R., Kojima M., Nishiyori H., Nakamura M., Fukuda S., Tagami M., Sasaki D.,

Imamura K., Kai C., Harbers M., Hayashizaki Y. and Carninci P. (2006) CAGE: cap

analysis of gene expression. Nature Methods, 3, 211-22.

Kogure M. (1933) The influence of light and temperature on certain characters of the

silkworm, Bombyx mori. Journal of the Department of Agriculture, Kyushu Imperial

University, 4, 1-93.

Konopova B., Smykal V. and Jindra M. (2011) Common and distinct roles of juvenile

hormone signaling genes in metamorphosis of holometabolous and hemimetabolous

insects. PLoS ONE, 6, e28728.

Kozlova T. and Thummel C.S. (2003) Essential roles for ecdysone signaling during

Drosophila mid-embryonic development. Science, 301, 1911-1914.

Lee K.Y. and Denlinger D.L. (1997) A role for ecdysteroids in the induction and

maintenance of the pharate first instar diapause of the gypsy moth, Lymantria dispar.

Journal of Insect Physiology, 43, 289-296.

Li H. and Durbin R. (2009) Fast and accurate short read alignment with Burrows-Wheeler

transform. Bioinformatics, 25, 1754-1760.

Li M., Mead E.A. and Zhu J.S. (2011) Heterodimer of two bHLH-PAS proteins mediates

juvenile hormone-induced gene expression. Proceedings of the National Academy of

Sciences of the United States of America, 108, 638-643.

83

Li Z.Q., Ge X., Ling L., Zeng B.S., Xu J., Aslam A.F.M., You L., Palli S.R., Huang Y.P. and

Tan A.J. (2014) CYP18A1 regulates tissue-specific steroid hormone inactivation in

Bombyx mori. Insect Biochemistry and Molecular Biology, 54, 33-41.

Lozano J. and Bells X. (2011) Conserved repressive function of Krüppel homolog 1 on insect

metamorphosis in hemimetabolous and holometabolous species. Scientific Reports, 1, 163.

Makka T., Seino A., Tomita S., Fujiwara H. and Sonobe H. (2002) A possible role of 20hydroxyecdysone in embryonic development of the silkworm Bombyx mori. Archives of

Insect Biochemistry and Physiology, 51, 111-120.

Miki T., Shinohara T., Chafino S., Noji S. and Tomioka K. (2020) Photoperiod and

temperature separately regulate nymphal development through JH and insulin/TOR

signaling pathways in an insect. Proceedings of the National Academy of Sciences, 117,

5525-5531.

Minakuchi C., Namiki T. and Shinoda T. (2009) Krüppel homolog 1, an early juvenile

hormone-response gene downstream of Methoprene-tolerant, mediates its antimetamorphic action in the red flour beetle Tribolium castaneum. Developmental Biology,

325, 341-350.

Minakuchi C., Zhou X. and Riddiford L.M. (2008) Krüppel homolog 1 (Kr-h1) mediates

juvenile hormone action during metamorphosis of Drosophila melanogaster. Mechanisms

of Development, 125, 91-105.

Miura K., Oda M., Makita S. and Chinzei Y. (2005) Characterization of the Drosophila

Methoprene-tolerant gene product. Juvenile hormone binding and ligand-dependent gene

regulation. The FEBS Journal, 272, 1169-1178.

Mori A., Oda T. and Wada Y. (1981) Studies on the Egg Diapause and Overwintering of

Aedes albopictus in Nagasaki. Tropical medicine, 23, 79-90.

84

Moribayashi A., Shudo C. and Kurahashi H. (2001) Latitudinal variation in the incidence of

pupal diapause in Asian and Oceanian populations of the flesh fly, Boettcherisca

peregrina (Diptera: Sarcophagidae). Medical Entomology and Zoology, 52, 263-268.

Morohoshi S. and Ishida S. (1975) The control of growth and development in Bombyx mori.

XXV. Induction of supernumerary larval ecdysis and non-diapause eggs by injection of

the juvenile hormone. Proceedings of the Japan Academy, 51, 62-67.

Morohoshi S., Ishida S. and Fugo H. (1972) The control of growth and development in

Bombyx mori. XVIII. Production of non-diapause eggs by injection of the juvenile

hormone. Proceedings of the Japan Academy, 48, 736-741.

Murata M., Nishiyori-Sueki H., Kojima-Ishiyama M., Carninci P., Hayashizaki Y. and Itoh

M. (2014) Detecting expressed genes using CAGE. Methods in Molecular Biology, 1164,

67-85.

Mukai A., Mano G., Marteaux L.D., Shinada T. and Goto S.G. (2022) Juvenile hormone as a

causal factor for maternal regulation of diapause in a wasp. Insect Biochemistry and

Molecular Biology, 144, 103758.

Nakamura Y., Gotoh T., Imanishi S., Mita K., Kurtti T.J. and Noda H. (2011) Differentially

expressed genes in silkworm cell cultures in response to infection by Wolbachia and

Cardinium endosymbionts. Insect Molecular Biology, 20, 279-289.

Nijhout H.F. (1994) Insect Hormones. Princeton University Press, New Jersey.

Numata H., Shiga S. and Morita A. (1997) Photoperiodic receptors in arthropods. Zoological

Science, 14, 187-197.

Rewitz K.F., Yamanaka N. and O’Connor M.B. (2010) Steroid hormone inactivation is

required during the juvenile-adult transition in Drosophila. Developmental Cell, 19, 895902.

85

Richard D.S., Warrent J.T., Saunders D.S. and Gilbert L.I. (1987) Haemolymph ecdysteroid

titres in diapause- and non-diapause-destined larvae and pupae of Sarcophaga

argyrostoma. Journal of Insect Physiology, 33, 115-122.

Panthee S., Paudel A., Hamamoto H. and Sekimizu K. (2017) Advantages of the Silkworm

As an Animal Model for Developing Novel Antimicrobial Agents. Frontiers in

Microbiology, 8, 373.

Riddiford L.M., Truman J.W., Mirth C.K. and Shen Y.C. (2010) A role for juvenile hormone

in the prepupal development of Drosophila melanogaster. Development, 137, 1117-1126.

Sakamoto T., Uryu O. and Tomioka K. (2011) The clock gene period plays an essential role

in photoperiodic control of nymphal development in the cricket Modicogryllus siamensis.

Journal of Insect Physiology, 57, 538-556.

Saunders D.S. (1966) Larval diapause of maternal origin - II. The effect of photoperiod and

temperature on Nasonia vitripennis. Journal of Insect Physiology, 12, 569-581.

D.S. ソーンダース (1981) 昆虫時計 初版 正木進三訳, 339-349. サイエンス社, 東京.

Shinoda T. and Itoyama K. (2003) Juvenile hormone acid methyltransferase: A key

regulatory enzyme for insect metamorphosis. Proceedings of the National Academy of

Sciences of the United States of America, 100, 11986-11991

Sim C. and Denlinger D.L. (2009) A shut-down in expression of an insulin-like peptide, ILP1, halts ovarian maturation during the overwintering diapause of the mosquito Culex

pipiens. Insect Molecular Biology, 18, 325-332.

Smykal V., Daimon T., Kayukawa T., Takaki K., Shinoda T. and Jindra M. (2014)

Importance of juvenile hormone signaling arises with competence of insect larvae to

metamorphose. Developmental Biology, 390, 221-230.

Suetsugu Y., Futahashi R., Kanamori H., Kadono-Okuda K., Sasanuma S., Narukawa J.,

Ajimura M., Jouraku A., Namiki N., Shimomura M., Sezutsu H., Osanai-Futahashi M.,

86

Suzuki M.G., Daimon T., Shinoda T., Taniai K., Asaoka K., Niwa R., Kawaoka S.,

Katsuma S., Tamura T., Noda H., Kasahara M., Sugano S., Suzuki Y., Fujiwara H.,

Kataoka H., Arunkumar K.P., Tomar A., Nagaraju J., Goldsmith M.R., Feng Q.L., Xia

Q.Y., Yamamoto K., Shimada T. and Mita K. (2013) Large scale full-length cDNA

sequencing reveals a unique genomic landscape in a lepidopteran model insect, Bombyx

mori. G3 (Bethesda), 3, 1481-1492.

Tabunoki H., Ono H., Ode H., Ishikawa K., Kawana N., Banno Y., Shimada T., Nakamura Y.,

Yamamoto K., Satoh J.I. and Bono H. (2013) Identification of key uric acid synthesis

pathway in a unique mutant silkworm Bombyx mori model of Parkinson’s disease. PLoS

ONE, 7, e69130.

Tanaka Y. (1950) Studies on hibernation with special reference to photoperiodicity and

breeding of Chinese tussar-silkworm (Ⅱ). The Journal of Sericultural Science of Japan,

19, 429-446.

Tomioka K. and Sakamoto T. (2007) Effects of unilateral compound-eye removal on the

photoperiodic responses of nymphal development in the cricket Modicogryllus siamensis.

Zoological Science, 24, 604-610.

Tschuch C., Schulz A., Pscherer A., Werft W., Benner A., Hotz-Wagenblatt A. Barrionuevo

L.S., Litcher P. and Metens D. (2008) Off-target effects of siRNA specific for GFP. BMC

Molecular Biology, 9, 60.

Tsuchida K. and Yoshitake N. (1979) Effect of environmental condition on the voltinism of

the silkworm, Bombyx mori reared on artificial diets. The Japanese Society of Sericultural

Science, 48, 469-472.

Wang Q., Mohamed A.A.M. and Takeda M. (2013) Serotonin receptor B may lock the gate

of PTTH release/synthesis in the Chinese Silk Moth, Antheraea pernyi; A diapause

initiation/maintenance mechanism? PLoS One, 8, e79381.

87

Watanabe K. (1924) Studies on the voltinism of the silkworm, Bombyx mori. Bulletin of the

Sericultural Experiment Station, 6, 411-455.

Williams C.M. and Adkisson P.L. (1964) Photoperiodic Control of Pupal Diapause in the

Silkworm, Antheraea pernyi. Science, 144, 569.

Wilson T.G. and Fabian J. (1986) A Drosophila melanogaster mutant resistant to a chemical

analog of juvenile hormone. Developmental Biology, 118, 190-201.

Yagi S. and Fukaya M. (1974) Juvenile Hormone As a Key Factor Regulating Larval

Diapause of the Rice Stem Borer, Chilo suppressalis (Lepidoptera: Pyralidae). Applied

Entomology and Zoology, 9, 247-255.

Yamashita O. and Hasegawa K. (1966) Further studies on the mode of action of the diapause

hormone in the silkworm, Bombyx mori L. Journal of Insect Physiology, 12, 957-962.

You-Jin H., Wen-Xia H. and Bin C. (2014) Comparative analysis of proteins in non- and

summer-diapausing pupae of the onion fly, Delia antiqua (Diptera: Anthomyiidae), using

two-dimensional gel electrophoresis. Acta Entomologica Sinica, 57, 161-167.

Zhang Z.L., Xu J.J., Sheng Z.T., Sui Y.P. and Palli S.R. (2011) Steroid receptor co-activator

is required for juvenile hormone signal transduction through a bHLH-PAS transcription

factor, methoprene tolerant. The Journal of Biological Chemistry, 286, 8437-8447.

Zhao R. and Goldman I.D. (2013) The proton-coupled folate transporter: physiological and

pharmacological roles. Current Opinion in Pharmacology, 13, 875-880.

Zielińska Z.M. and Grzelakowska B. (1965a) Folate derivatives in the metabolism of insects

- I. Mitoses in cells of the follicular epithelium as evoked in Acantholyda nemoralis

Thoms. by folate and its 4-aminoanalogue. Journal of Insect Physiology, 11, 405-411.

Zielińska Z.M. and Grzelakowska B. (1965b) Folate derivatives in the metabolism of insects

– II. Biosynthesis of nucleic acids in the polytrophic ovaries of the diapausing larvae of

88

Acantholyda nemoralis Thoms. as promoted by folic acid and its 4-aminoanalogue.

Journal of Insect Physiology, 11, 431-442.

89

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