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Expression of a replication-dependent core histone in post-mitotic neurons

魚崎, 祐一 ウオサキ, ユウイチ Uosaki, Yuichi 群馬大学

2021.03.23

概要

クロマチンの基盤構造因子であるヌクレオソームは、4種類のコアヒストンH2A、H2B、 H3、H4の各2分子からなる8量体に147塩基対のDNAが巻き付いた構造をとる。H4を除くコアヒストンにはバリアントが存在する。バリアント間のアミノ酸配列の差はわずかであるが、クロマチンに取り込まれるバリアントの違いや、バリアント間での入れ替わりが遺伝子発現制御などのゲノム機能発現に重要な役割を果たしていることが理解されてきている。神経活動依存性の転写活性化は、ニューロンの機能に重要であるが、神経活動依存性の転写制御とヒストンバリアンとの関連の詳細は不明な点が多い。本研究では、ニューロンにおけるヒストンバリアントの発現制御の詳細を検討したい。

実験には、胎生17日目のマウスより調製した海馬ニューロンを10日間培養後に、GABAA受容体拮抗薬bicucullineとカリウムチャンネル阻害薬4-Aminopyridineにて脱分極を誘導したものを用いた。

まず、網羅的解析にて、ヒストンバリアントH3.2をコードする遺伝子Hist1h3fの発現が増加することを見出した。H3.2は、分裂細胞において細胞周期S期に特異的に発現する DNA複製依存性ヒストンである。すなわち、細胞複製依存性と考えられていたヒストンH3. 2の転写が最終分裂を終えたニューロンで神経活動依存的に増強するという予想外の結果であった。次に、定量的RT-PCR法にてHist1h3fの発現誘導を再確認した。次に、Hist1 h3fの発現が脳内でも認められるか確認するため、成体脳を用いてin situ ハイブリダイゼーション法を施行した。成体マウス海馬、小脳、嗅球においてHist1h3fまたはHist1h3 e の発現が認められ、1時間の痙攣誘発や1時間の強制ランニングにおいても発現が認められた。

次に、蛋白質レベルでもコアヒストンH3が増加するのかを検討した。抽出した細胞核に100 mM NaCl溶液を加え上清中に抽出されてくるH3をウエスタンブロッティングにより検出した。その結果、神経興奮誘導後1時間において、上清中のH3の増加が認められ、クロマチン非結合分画の増加が示唆された。次に、ニューロンにおけるH3の新規合成の更なる確認、および新規合成されている場合、その動態を明らかにする目的で、ニューロンで新規合成されるH3の代謝標識を行った。蛋白質標識には、アジド官能化メチオニンアナログであるL-アジドホモアラニン(Aha)による代謝ラベルを用いた。即ち、培養10日目の海馬ニューロンの培地をメチオニン不含培地に置換後、メチオニンアナログAhaを培地に添加し、新規合成蛋白質へのAhaの取り込みを行った。細胞を回収後にアルキン化ビオチンを銅イオン、アスコルビン酸存在下で反応させて、新規蛋白質をビオチン化した。細胞核を抽出後MNaseにて処理し、クロマチンを精製、ストレプトアビジンビーズにより免疫沈降し、ウエスタンブロット法にて、Ahaを取り込んだ新規タンパク質の検出を行った。検出蛋白質は、脱分極により増加していた。蛋白質合成阻害剤によりスメア状のバンドが消失するため、蛋白質合成に依存していることすなわち新規合成タンパク質であることが示された。また、新規合成蛋白質中にはコアヒストンH3が含まれ、脱分極にて増加している一方で、H3.3は検出されず、神経活動依存的にヒストンH3.3以外のH3バリアントが新しく合成され、クロマチンに取り込まれている可能性が示唆された。

今後、新たに合成されたヒストンH3/H4が取り込まれるゲノム領域を新たに同定し、転写プロファイルと合わせて神経細胞におけるヒストン代謝が神経活動依存性転写に与える意義を検討していきたい。

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参考文献

Bading, H., 2013. Nuclear calcium signalling in the regulation of brain function. Nat Rev Neurosci 14, 593–608. https://doi.org/10.1038/nrn3531

Bito, H., Deisseroth, K., Tsien, R.W., 1996. CREB Phosphorylation and Dephosphorylation: A Ca2+- and Stimulus Duration–Dependent Switch for Hippocampal Gene Expression. Cell 87, 1203–1214. https://doi.org/10.1016/S0092-8674(00)81816-4

Borrelli, E., Nestler, E.J., Allis, C.D., Sassone-Corsi, P., 2008. Decoding the Epigenetic Language of Neuronal Plasticity. Neuron 60, 961–974. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2008.10.012

Brami-Cherrier, K., Lavaur, J., Pagès, C., Arthur, J.S.C., Caboche, J., 2006. Glutamate induces histone H3 phosphorylation but not acetylation in striatal neurons: role of mitogen- and stress-activated kinase-1: MSK1 and nucleosomal response in neurons. Journal of Neurochemistry 101, 697–708. https://doi.org/10.1111/j.1471-4159.2006.04352.x

Chen, C.-C., Wada, K., Jarvis, E.D., 2012. Radioactive in situ Hybridization for Detecting Diverse Gene Expression Patterns in Tissue. JoVE 3764. https://doi.org/10.3791/3764

Chen, L.-F., Zhou, A.S., West, A.E., 2017. Transcribing the connectome: roles for transcription factors and chromatin regulators in activity-dependent synapse development. Journal of Neurophysiology 118, 755–770. https://doi.org/10.1152/jn.00067.2017

Deal, R.B., Henikoff, J.G., Henikoff, S., 2010. Genome-Wide Kinetics of Nucleosome Turnover Determined by Metabolic Labeling of Histones. Science 328, 1161–1164. https://doi.org/10.1126/science.1186777

Deaton, A.M., Gómez-Rodríguez, M., Mieczkowski, J., Tolstorukov, M.Y., Kundu, S., Sadreyev, R.I., Jansen, L.E., Kingston, R.E., 2016. Enhancer regions show high histone H3.3 turnover that changes during differentiation. eLife 5, e15316. https://doi.org/10.7554/eLife.15316

Dominski, Z., Marzluff, W.F., 1999. Formation of the 3′ end of histone mRNA. Gene 239, 1–14. https://doi.org/10.1016/S0378-1119(99)00367-4

Goldberg, A.D., Banaszynski, L.A., Noh, K.-M., Lewis, P.W., Elsaesser, S.J., Stadler, S., Dewell, S., Law, M., Guo, X., Li, X., Wen, D., Chapgier, A., DeKelver, R.C., Miller, J.C., Lee, Y.-L., Boydston, E.A., Holmes, M.C., Gregory, P.D., Greally, J.M., Rafii, S., Yang, C., Scambler, P.J., Garrick, D., Gibbons, R.J., Higgs, D.R., Cristea, I.M., Urnov, F.D., Zheng, D., Allis, C.D., 2010. Distinct Factors Control Histone Variant H3.3 Localization at Specific Genomic Regions. Cell 140, 678–691. https://doi.org/10.1016/j.cell.2010.01.003

Greer, P.L., Greenberg, M.E., 2008. From Synapse to Nucleus: Calcium- Dependent Gene Transcription in the Control of Synapse Development and Function. Neuron 59, 846–860. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2008.09.002

Hamilton, A.M., Oh, W.C., Vega-Ramirez, H., Stein, I.S., Hell, J.W., Patrick, G.N., Zito, K., 2012. Activity-Dependent Growth of New Dendritic Spines Is Regulated by the Proteasome. Neuron 74, 1023–1030. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2012.04.031

Hammond, C.M., Strømme, C.B., Huang, H., Patel, D.J., Groth, A., 2017. Histone chaperone networks shaping chromatin function. Nat Rev Mol Cell Biol 18, 141–158. https://doi.org/10.1038/nrm.2016.159

Harada, A., Okada, S., Konno, D., Odawara, J., Yoshimi, T., Yoshimura, S., Kumamaru, H., Saiwai, H., Tsubota, T., Kurumizaka, H., Akashi, K., Tachibana, T., Imbalzano, A.N., Ohkawa, Y., 2012. Chd2 interacts with H3.3 to determine myogenic cell fate: Chd2 incorporates H3.3 to mark myogenic genes. The EMBO Journal 31, 2994–3007. https://doi.org/10.1038/emboj.2012.136

Hardingham, G.E., Arnold, F.J.L., Bading, H., 2001. Nuclear calcium signaling controls CREB-mediated gene expression triggered by synaptic activity. Nat Neurosci 4, 261–267. https://doi.org/10.1038/85109

Hardingham, G.E., Pruunsild, P., Greenberg, M.E., Bading, H., 2018. Lineage divergence of activity-driven transcription and evolution of cognitive ability. Nat Rev Neurosci 19, 9–15. https://doi.org/10.1038/nrn.2017.138

Henikoff, S., Smith, M.M., 2015. Histone Variants and Epigenetics. Cold Spring Harb Perspect Biol 7, a019364. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a019364

Hong, E.J., McCord, A.E., Greenberg, M.E., 2008. A Biological Function for the Neuronal Activity-Dependent Component of Bdnf Transcription in the Development of Cortical Inhibition. Neuron 60, 610–624. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2008.09.024

Horita, H., Kobayashi, M., Liu, W., Oka, K., Jarvis, E.D., Wada, K., 2012. Specialized Motor-Driven dusp1 Expression in the Song Systems of Multiple Lineages of Vocal Learning Birds. PLoS ONE 7, e42173. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0042173

Horita, H., Wada, K., Rivas, M., Hara, E., Jarvis, E.D., 2010. The dusp1 immediate early gene is regulated by natural stimuli predominantly in sensory input neurons. J. Comp. Neurol. NA-NA. https://doi.org/10.1002/cne.22370

Impey, S., Fong, A.L., Wang, Y., Cardinaux, J.-R., Fass, D.M., Obrietan, K., Wayman, G.A., Storm, D.R., Soderling, T.R., Goodman, R.H., 2002. Phosphorylation of CBP Mediates Transcriptional Activation by Neural Activity and CaM Kinase IV. Neuron 34, 235–244. https://doi.org/10.1016/S0896- 6273(02)00654-2

Kaech, S., Banker, G., 2006. Culturing hippocampal neurons. Nat Protoc 1, 2406–2415. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.356

Kobor et al_2004_A Protein Complex Containing the Conserved Swi2-Snf2- Related ATPase Swr1p.pdf, n.d.

Kornhauser, J.M., Cowan, C.W., Shaywitz, A.J., Dolmetsch, R.E., Griffith, E.C., Hu, L.S., Haddad, C., Xia, Z., Greenberg, M.E., 2002. CREB

Transcriptional Activity in Neurons Is Regulated by Multiple, Calcium-Specific Phosphorylation Events. Neuron 34, 221–233. https://doi.org/10.1016/S0896-6273(02)00655-4

Lyons, S.M., Cunningham, C.H., Welch, J.D., Groh, B., Guo, A.Y., Wei, B., Whitfield, M.L., Xiong, Y., Marzluff, W.F., 2016. A subset of replication- dependent histone mRNAs are expressed as polyadenylated RNAs in terminally differentiated tissues. Nucleic Acids Res gkw620. https://doi.org/10.1093/nar/gkw620

Ma et al_2009_Neuronal Activity-Induced Gadd45b Promotes Epigenetic DNA Demethylation and.pdf, n.d.

Malgaroli 1992 -Glutamate-induced long-term potentiation of the frequency of miniature synaptic currents in cultured hippocampal neurons, n.d.

Martire, S., Banaszynski, L.A., 2020. The roles of histone variants in fine- tuning chromatin organization and function. Nat Rev Mol Cell Biol 21, 522–541. https://doi.org/10.1038/s41580-020-0262-8

Marzluff, W.F., Gongidi, P., Woods, K.R., Jin, J., Maltais, L.J., 2002. The Human and Mouse Replication-Dependent Histone Genes. Genomics 80, 487–498. https://doi.org/10.1006/geno.2002.6850

Marzluff, W.F., Wagner, E.J., Duronio, R.J., 2008. Metabolism and regulation of canonical histone mRNAs: life without a poly(A) tail. Nat Rev Genet 9, 843– 854. https://doi.org/10.1038/nrg2438

Maze, I., Wenderski, W., Noh, K.-M., Bagot, R.C., Tzavaras, N., Purushothaman, I., Elsässer, S.J., Guo, Y., Ionete, C., Hurd, Y.L., Tamminga, C.A., Halene, T., Farrelly, L., Soshnev, A.A., Wen, D., Rafii, S., Birtwistle, M.R., Akbarian, S., Buchholz, B.A., Blitzer, R.D., Nestler, E.J., Yuan, Z.-F., Garcia, B.A., Shen, L., Molina, H., Allis, C.D., 2015. Critical Role of Histone Turnover in Neuronal Transcription and Plasticity. Neuron 87, 77–94. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2015.06.014

Meshorer, E., Yellajoshula, D., George, E., Scambler, P.J., Brown, D.T., Misteli, T., 2006. Hyperdynamic Plasticity of Chromatin Proteins in Pluripotent Embryonic Stem Cells. Developmental Cell 10, 105–116. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2005.10.017

Michod, D., Bartesaghi, S., Khelifi, A., Bellodi, C., Berliocchi, L., Nicotera, P., Salomoni, P., 2012. Calcium-Dependent Dephosphorylation of the Histone Chaperone DAXX Regulates H3.3 Loading and Transcription upon Neuronal Activation. Neuron 74, 122–135. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2012.02.021

Pandey, N.B., Chodchoy, N., Liu, T.-J., Marzluff, W.F., 1990. Introns in histone genes alter the distribution of 3′ ends. Nucl Acids Res 18, 3161–3170. https://doi.org/10.1093/nar/18.11.3161

Piña, B., Suau, P., 1987. Changes in histones H2A and H3 variant composition in differentiating and mature rat brain cortical neurons. Developmental Biology 123, 51–58. https://doi.org/10.1016/0012-1606(87)90426-X

Ray-Gallet, D., Quivy, J.-P., Scamps, C., Martini, E.M.-D., Lipinski, M., Almouzni, G., 2002. HIRA Is Critical for a Nucleosome Assembly Pathway Independent of DNA Synthesis. Molecular Cell 9, 1091–1100. https://doi.org/10.1016/S1097-2765(02)00526-9

Santoro, S.W., Dulac, C., 2012. The activity-dependent histone variant H2BE modulates the life span of olfactory neurons. eLife 1, e00070. https://doi.org/10.7554/eLife.00070

Tachiwana, H., Kagawa, W., Osakabe, A., Kawaguchi, K., Shiga, T., Hayashi- Takanaka, Y., Kimura, H., Kurumizaka, H., 2010. Structural basis of instability of the nucleosome containing a testis-specific histone variant, human H3T. Proceedings of the National Academy of Sciences 107, 10454–10459. https://doi.org/10.1073/pnas.1003064107

Tagami, H., Ray-Gallet, D., Almouzni, G., Nakatani, Y., 2004. Histone H3.1 and H3.3 Complexes Mediate Nucleosome Assembly Pathways Dependent or Independent of DNA Synthesis. Cell 116, 51–61. https://doi.org/10.1016/S0092- 8674(03)01064-X

Talbert, P.B., Ahmad, K., Almouzni, G., Ausió, J., Berger, F., Bhalla, P.L., Bonner, W.M., Cande, W., Chadwick, B.P., Chan, S.W.L., Cross, G.A.M., Cui, L., Dimitrov, S.I., Doenecke, D., Eirin-López, J.M., Gorovsky, M.A., Hake, S.B., Hamkalo, B.A., Holec, S., Jacobsen, S.E., Kamieniarz, K., Khochbin, S., Ladurner, A.G., Landsman, D., Latham, J.A., Loppin, B., Malik, H.S., Marzluff, W.F., Pehrson, J.R., Postberg, J., Schneider, R., Singh, M.B., Smith, M., Thompson, E., Torres-Padilla, M.-E., Tremethick, D., Turner, B.M., Waterborg, J., Wollmann, H., Yelagandula, R., Zhu, B., Henikoff, S., 2012. A unified phylogeny- based nomenclature for histone variants. Epigenetics & Chromatin 5, 7. https://doi.org/10.1186/1756-8935-5-7

Tropberger, P., Pott, S., Keller, C., Kamieniarz-Gdula, K., Caron, M., Richter, F., Li, G., Mittler, G., Liu, E.T., Bühler, M., Margueron, R., Schneider, R., 2013. Regulation of Transcription through Acetylation of H3K122 on the Lateral Surface of the Histone Octamer. Cell 152, 859–872. https://doi.org/10.1016/j.cell.2013.01.032

Tvardovskiy, A., Schwämmle, V., Kempf, S.J., Rogowska-Wrzesinska, A., Jensen, O.N., 2017. Accumulation of histone variant H3.3 with age is associated with profound changes in the histone methylation landscape. Nucleic Acids Research 45, 9272–9289. https://doi.org/10.1093/nar/gkx696

West, A.E., Greenberg, M.E., 2011. Neuronal Activity-Regulated Gene Transcription in Synapse Development and Cognitive Function. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology 3, a005744–a005744. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a005744

Wright, W.E., Shay, J.W., 2006. Inexpensive low-oxygen incubators. Nat Protoc 1, 2088–2090. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.374

Yamasu’, K., 1990. Units of H3 and H4 Histones. J. Biochem. 107, 6.

Yap, E.-L., Greenberg, M.E., 2018. Activity-Regulated Transcription: Bridging the Gap between Neural Activity and Behavior. Neuron 100, 330–348. https://doi.org/10.1016/j.neuron.2018.10.013

Zovkic, I.B., Paulukaitis, B.S., Day, J.J., Etikala, D.M., Sweatt, J.D., 2014. Histone H2A.Z subunit exchange controls consolidation of recent and remote memory. Nature 515, 582–586. https://doi.org/10.1038/nature13707

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