リケラボ論文検索は、全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索できる論文検索サービスです。

リケラボ 全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索するならリケラボ論文検索大学・研究所にある論文を検索できる

リケラボ 全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索するならリケラボ論文検索大学・研究所にある論文を検索できる

大学・研究所にある論文を検索できる 「糸状菌の液体培養時の菌糸凝集メカニズムの解明とその物質生産への応用」の論文概要。リケラボ論文検索は、全国の大学リポジトリにある学位論文・教授論文を一括検索できる論文検索サービスです。
リケラボ

コピーが完了しました

URLをコピーしました

論文の公開元へ論文の公開元へ
書き出し

糸状菌の液体培養時の菌糸凝集メカニズムの解明とその物質生産への応用

宮澤 拳 東北大学

2020.03.25

概要

真菌は地球上に150万種以上生息し、地球規模の物質循環における分解者として重要な役割を担っている[1]。糸状菌は様々な環境に適応し、多様な代謝能を有することから、酵素や化成品などの生産に利用されている種も多く存在する[2-4]。糸状菌を用いた有用物質の工業生産は、栄養や誘導基質の拡散が容易な液体培養で行われることが一般的で、その生産スケールは数百kLにも及ぶ。糸状菌は培養条件に依存してペレット状からパルプ状まで様々な形態を示すが[5]、この性質が発酵生産効率の不安定要因となっている。しかしながら、糸状菌の形態を完全に制御する手法は確立されておらず、発酵産業における課題となっている。液体培養における糸状菌のペレット形成には細胞表層の因子が関与すると考えられるが、その要因については形態学的なアプローチがなされるにとどまっており、根本的なペレット形成の要因については明らかになっていなかった。

　糸状菌の液体培養条件下の形態の違いは培養条件に強く依存しており、目的生産物の生産性と強い相関がある[6]。ペレット形成時にはその直径が数mmにもなり、ペレット内部への栄養や酸素供給が制限される[6]。酸素や栄養供給はペレット表面から約200μmまでしか十分でないことも報告されている[7]。菌糸がペレットを形成する場合、培養液はニュートン性1を示す[8]。一方、菌糸が分散状態の場合には、培養液粘度が上昇し、攪拌効率が悪化する[6]。加えて、培養液が強い非ニュートン性2を示すため、対流酸素輸送が制限される[6]。Aspergillus属菌は通常、ペレット形態をとることが多い[7, 9-13]。Trichoderma属菌はセルラーゼの生産に用いられる産業菌であるが、通常は分散状態を取る[14, 15]。Penicillium属菌はペレットを形成する[16, 17]。クモノスカビRhizopus oryzaeは通常分散形態をとるが、その場合の粘度上昇が顕著なため、ペレット形成条件が探索されている[18-21]。Neurospora属菌も一般的にはペレットを形成する[22]。そのほか、担子菌Phanerochaete属菌[23]や子嚢菌（冬虫夏草）Cordyceps属菌[24]、Caldariomyces属菌[25]においてペレットを形成することが報告されている。高橋と山田は1959年、ペレットの形成過程は2通りあり、分生子が発芽前に凝集する”凝集型”と、個々の菌糸が独立して分岐生長を続けた結果ペレット状になる”非凝集型”に分けられると報告した[26]。この二つの型は培養条件にも影響されるが、主としてその菌株の特性によるものであると考えられており、Aspergillus nigerは凝集型を、Penicillium chrysogenumは非凝集型をとると考えられている[26]。このモデルは近年でも支持されている[5, 27]。A. nigerにおいては塊の形成が顕著であるが、本菌の産業的な重要性が高いことから、morphology engineeringという学問分野としてその形態制御が議論されている。従来のアプローチ方法として、攪拌回転数や温度、pH、接種分生子数の制御によってその凝集性を制御することが試みられてきた[4, 28-32]。近年になって、”modern morphology engineering techniques”として、微粒子の添加によるペレットサイズの低減[7, 33, 34]や、浸透圧によるペレット形態の制御手法[35]とそれに伴う生産性改善が報告されている。これらの手法により、形態学的な観点からの菌糸ペレットの制御手法は大きく進歩してきたが、生物学的なペレット形成のメカニズムやその形成因子については依然不明のままであった。

　菌糸のペレット形成には細胞表層の因子が関与することが推察される。糸状菌の菌糸の表面は多糖を主成分とした細胞壁に覆われている（Fig.0-1）。細胞壁は細胞形態の維持や細胞の保護、細胞外情報の細胞内への伝達など、生育に必須の役割を担っている。また、細胞壁は菌が外界（宿主細胞、基質および菌自身の細胞）と最初に接触する構造体であることから[36]、細胞壁の構造を理解することは真菌に起因する感染症や発酵生産効率の制御に重要であると考えられる。細胞壁は多糖が複雑に絡み合った構造体でありながら、常に合成と再構築が繰り返される高度に動的な構造体でもある[37]。細胞壁を構成する主要な多糖として、α-グルカン（α-1, 3-グルカンおよび少量のα-1, 4-グルカン）、β-グルカン（β-1, 6分岐β-1, 3-グルカン）、キチン、ガラクトマンナンが知られている[36, 38, 39]。細胞壁にはガラクトマンノプロテイン、GPI-アンカー型タンパク質、細胞壁タンパク質も含まれており、細胞外情報の伝達や細胞壁再構築における役割を有する[40]。真菌の中には、細胞壁の外側に細胞外マトリクス（ECM）を有する種も存在する。ECMは多糖やタンパク質、脂質、核酸からなり、バイオフィルムの構成因子として知られている[39]。また、ECMは菌種によって非常に多様性が高い[38]。Aspergillus属糸状菌においては、ECMに含まれる多糖としてガラクトサミノガラクタン（GAG）やα-1,3-グルカン、ガラクトマンナンが知られている[41, 42]。

　α-1, 3-グルカンは以前より真菌類（A. niger, Cryptococcus, Schizosaccharomyces pombe, Polyporus, Paracoccideoides）の細胞壁に含まれていることが知られていたが[43-46]、その機能については長年理解されていなかった。1970年代にZonneveldがAspergillus nidulansの細胞壁の貯蔵多糖であることを見出し、その生物学的機能について詳細に解析した[47-51]。その後、San-BlasらがParacoccideoides brasiliensisにおいてα-1, 3-グルカンと病原性との関係性について初めて報告した[52]。GoldmanらがHistoplasma capsulatumにおいてα-1, 3-グルカンの病原性への関与を示唆すると[53, 54]、病原性二形性真菌P. braciliensis[52, 55-58]、Brastomyces dermititidis[59], Cryptococcus nerformans[60]においてもα-1,3-グルカンと病原性に関する報告が相次いだ。その後、2004年になってRappleyeらによってH. capsulatumにおいてα-1,3-グルカンが直接的に病原性発現に寄与することが示された[61]。さらに、H. capsulatumにおいてはα-1,3-グルカンが細胞壁表層に存在し、宿主のβ-グルカン受容体による免疫認識を妨げるために病原性が発揮されることが明らかになった[62]。ゲノム解析以後になると、いくつもの真菌種でα-1,3-グルカン合成酵素遺伝子がアノテーションされ、特にA. fumigatusにおいてα-1,3-グルカン合成酵素遺伝子の詳細な機能解析がなされた[63-66]。A. fumigatusにおいては三種のα-1,3-グルカン合成酵素遺伝子を破壊すると細胞壁からα-1,3-グルカンが欠損し（Δags）[65]、Δags株はマウス感染モデルにおいて顕著に病原性が低減することが報告されている[66]。また、C. neoformansのα-1,3-グルカンは莢膜の主要構成成分であり、α-1,3-グルカン欠損時には病原性が欠失することが報告された[67, 68]。イネいもち病菌Pyricularia oryzae(Magnaporthe grisea)においては、感染器官である侵入菌糸の形成時にその細胞表層をα-1,3-グルカンで覆うことにより、宿主から分泌される細胞壁溶解酵素への耐性が付与され、病原性関連分子パターンの放出が阻止されて、宿主への感染成立に寄与することが示されている[69, 70]。一方、近年になってα-1,3 -グルカン自身は樹状細胞を刺激することが明らかになってきており[71]、菌糸中に存在している場合にα-1, 3-グルカンが免疫ステルス性を示すこととの関係性の解明が望まれている。

　α-1, 3-グルカンの生合成機構については、分裂酵母における化学構造の解析から先行して予想されてきた。1998年に順遺伝学的解析からS. pombeにおいてα-1,3-グルカン合成酵素Ags1pが同定され、Ags1pが細胞内ドメイン、細胞外ドメインおよび多重膜貫通ドメインからなることが推定された[72]。その後同菌のAgs1p（Mok1p）が細胞膜画分に発現していることが確認された[73]。GrünらによってS. pombeのα-グルカンの化学構造が詳細に解析され、S. pombeのα-グルカンは分子量が42.6±5.2kDaで、α-グルカンの約9割がα-1, 3-結合のグルコース、約1割がα-1, 4結合のグルコースであることが明らかになった[74]。また、α-グルカンは約120残基からなる二本のα-1, 3-グルカンが1, 4-結合のα-グルカンによって連結され、さらに糖鎖の還元末端側にもα-1,4-グルカンがあるという構造を有していた[74]。Aspergillus属菌においては、Aspergillus wentiiにおける化学構造の報告がある。A. wentiiのアルカリ可溶（水不溶）グルカンは200残基程度の1, 3-linkedα-グルカンが数残基の1, 4-linked α-glucan（spacer structure）に連結された構造が25回程度繰り返された構造を有すると示唆されており、その分子量は平均850kDaであった[75]。すなわち、Aspergillus属糸状菌のα-1, 3-グルカンはS. pombeに比べて分子量が大きく、サブユニットの繰り返し数が多い構造を取っていることが示唆されている。

　α-1, 3-グルカン合成酵素の3ドメインの機能はS. pombeにおいて推定されている[74]。細胞内ドメインは糖質加水分解酵素（GH）13ファミリーに属するタンパク質（グリコゲンシンターゼ、スターチシンターゼ）と相同なドメインを有しており、UDP-グルコースを基質としてα-1,3-グルカン鎖の伸長を担うと推察されるが、直接的には証明されていない。S. pombeにおける細胞内ドメインのアミノ酸変異体において、α-1,4-グルカンの蓄積が見られなくなったことから[76]、このドメインはα-1,4-グルカンの合成能を有する可能性も示唆されている。細胞外ドメインは、GH13ファミリーに属する細菌のα-アミラーゼとの相同性がある。S. pombeの細胞外ドメインのアミノ酸置換変異体においてα-1,3-グルカン鎖同士の連結を有さない未成熟の短いα-グルカンが合成されたことから[74]、細胞外ドメインは細胞外に排出されたα-1,3-グルカン鎖の糖転移能を有すると考えられている。多重膜貫通ドメインは12回膜貫通がポアを形成すると想定されており、細胞内ドメインで合成された糖鎖の細胞外への輸送を担うと考えられる。Aspergillus属菌のα-1, 3-グルカン合成酵素においても同様のドメイン構造が保存されている。

　Aspergillus section Fumigati以外のAspergilliにおいては、agsB遺伝子（またはそのオルソログ）に隣接してα-amylaseをコードする２遺伝子が存在する;GPIアンカー型α-アミラーゼ遺伝子と細胞内α-アミラーゼ遺伝子である。細胞内α-アミラーゼについては、H. capsulatumのAmy1が先行して研究がなされ、α-1, 3-グルカン合成に必須であることが示された[77]。P. brasiliensis由来AmyAも類似の機能を有すると推察されている[78]。α-1,3-グルカン生合成における作用機構としては、α-1,3-グルカン鎖中に含まれるα-1,4-プライマー（スペーサー）の合成を担うことが推察されているものの、直接的な証明はなされていない。細胞内α-アミラーゼについてはA. niger AmyD（A. nidulans amyGのオルソログによりコードされるタンパク質）においてその酵素学的特性が報告されており、アミロースを基質として主にマルトトリオースが生成されることが分かっているが[79]、グリコゲンやUDP-グルコースに対してはほとんど活性を示さなかったことから、生体内における基質については定かではない。GPIアンカー型α-アミラーゼについては、A. nidulansのamyD遺伝子がα-1, 3-グルカン生合成に抑制的な機能を有することが示されている[80, 81]。HeらはA. nidulans AmyDがα-1, 3-グルカナーゼとは異なる機序でα-1, 3-グルカン量を減少させることを示唆している[81]。また、A. nigerのGPIアンカー型α-アミラーゼAgtAは酵素学的解析がなされており、maltooligosaccharidesをacceptorとして最大28糖のmaltooligosaccharideを転移する糖転移活性を有することが報告されている[82]。また、α-1, 3-グルカン生合成に関わるその他の因子として、H. capsulatumにおいてUTP-glucose-1-phosphate uridylyltransferase(UDPGP)をコードするUGP1遺伝子をRNAiにより抑制したところ、α-1, 3-グルカンが欠損した[77]。UDPGPはグルコース1リン酸をUDP-グルコースに変換する酵素で、真菌種に高度に保存されている。UGP1の抑制によりα-1, 3-グルカンが欠損したことから、α-1, 3-グルカン生合成の基質がUDP-グルコースであることが示唆されている。

　当研究室では、真菌のシグナル伝達経路を標的とした抗真菌剤の開発を進めてきた[83, 84]。Cell wall integrity（CWI）シグナル伝達経路はMAPKカスケードを中心としたシグナル伝達経路で、真菌類に独特で潜在的な薬剤標的となりうると考えられた。我々は、出芽酵母Saccharomyces cerevisiaeにおいてCWI経路により制御される遺伝子が細胞壁多糖であるβ-1, 3-グルカンやキチンの合成関連遺伝子であるのに対し[85]、モデル糸状菌A. nidulansにおいては本経路が出芽酵母には存在しないα-1, 3-グルカン合成酵素遺伝子の制御に特化していることを明らかにした[86]。上述のように、α-1, 3-グルカンの感染性への寄与が先行して研究されてきたが、非病原性の真菌におけるα-1,3-グルカンの生物学的機能については全く明らかになっていなかった。近年になってFontaineらはα-1, 3-グルカンが発芽分生子の凝集に寄与することを明らかにし、α-1, 3-グルカンがaggregation factorとして機能することを示した[87]。当研究室では、A. nidulansの二種のα-1, 3-グルカン合成酵素遺伝子の破壊株を作製し、agsB遺伝子の破壊によって菌糸が分散する形態を示すことを発見した（Fig.0-2）[12]。また、agsB遺伝子破壊株の細胞壁からα-1, 3-グルカンが欠損していた[12]。すなわち、A. nidulansにおいてはα-1, 3-グルカンが液体振盪培養において主要な菌糸凝集因子であることが示唆された。当研究室での報告の翌年、カナダ・サスカチュワン大学のKaminskyj博士らのグループによっても同様の報告がなされている[80]。A. nidulansのα-1, 3-グルカン欠損株は寒天平板におけるradial growthは野生株と遜色なく[12]、液体振盪培養においては野生株よりも菌糸重量が増加していた[88]。また、A. nidulansのα-1, 3-グルカン欠損株はペニシリンやα-アミラーゼの生産量が野生株に比べて顕著に増加することが示されている（平成26年度一杉修士論文）。このことから、α-1, 3-グルカン欠損株の培養性状は糸状菌を用いた物質生産に応用できる可能性が示唆された。

　以上のように、α-1, 3-グルカンが糸状菌の菌糸接着に寄与することが明らかになってきたものの、α-1,3-グルカンの生合成機構については断片的な情報があるのみで、α-1, 3-グルカンを介した菌糸の塊形成メカニズムについてはほとんど明らかになっていなかった。菌糸の塊形成についてさらに理解するためにはα-1, 3-グルカンの化学構造や生合成機構を含めた解析が必要であると考えられる。本博士論文研究では、α-1, 3-グルカンを介した菌糸凝集のメカニズムについて、その生合成機構も含めて解析することを目的とした（第1章）。また、α-1,3-グルカン欠損株の形質の産業応用に向けて作製された麹菌Aspergillus oryzaeのα-1, 3-グルカン欠損株においては菌糸が完全分散には至らなかったことから（Fig.0-3）、A. oryzaeにおけるα-1, 3-グルカン以外の未知因子の菌糸塊形成への寄与が予想された。そこで本研究では、麹菌で機能する未知因子の同定と、その因子を介した塊形成メカニズムを明らかにすることを目的とした（第2章）。

論文の公開元へ

この論文で使われている画像

関連論文

関連論文をもっと見る

参考文献

1. Hawksworth, D. L. (1991) The fungal dimension of biodiversity: magnitude, significance, and conservation, Mycol Res. 95, 641-55.

2. Cairns, T. C., Zheng, X. M., Zheng, P., Sun, J. B. & Meyer, V. (2019) Moulding the mould: understanding and reprogramming filamentous fungal growth and morphogenesis for next generation cell factories, Biotechnol Biofuels. 12, 77.

3. Abe, K., Gomi, K., Hasegawa, F. & Machida, M. (2006) Impact of Aspergillus oryzae genomics on industrial production of metabolites, Mycopathologia. 162, 143-53.

4. Papagianni, M. (2004) Fungal morphology and metabolite production in submerged mycelial processes, Biotechnol Adv. 22, 189-259.

5. Veiter, L., Rajamanickam, V. & Herwig, C. (2018) The filamentous fungal pellet-relationship between morphology and productivity, Appl Microbiol Biotechnol. 102, 2997-3006.

6. Antecka, A., Bizukojc, M. & Ledakowicz, S. (2016) Modern morphological engineering techniques for improving productivity of filamentous fungi in submerged cultures, World J Microbiol Biotechnol. 32, 193.

7. Driouch, H., Hansch, R., Wucherpfennig, T., Krull, R. & Wittmann, C. (2012) Improved enzyme production by bio-pellets of Aspergillus niger: Targeted morphology engineering using titanate microparticles, Biotechnol Bioeng. 109, 462-71.

8. Krull, R., Wucherpfennig, T., Esfandabadi, M. E., Walisko, R., Melzer, G., Hempel, D. C., Kampen, I., Kwade, A. & Wittmann, C. (2013) Characterization and control of fungal morphology for improved production performance in biotechnology, J Biotechnol. 163, 112-23.

9. Tokashiki, J., Hayashi, R., Yano, S., Watanabe, T., Yamada, O., Toyama, H. & Mizutani, O. (2019) Influence of α-1,3-glucan synthase gene agsE on protoplast formation for transformation of Aspergillus luchuensis, J Biosci Bioeng. 128, 129-34.

10. Jeennor, S., Anantayanon, J., Panchanawaporn, S., Chutrakul, C. & Laoteng, K. (2019) Morphologically engineered strain of Aspergillus oryzae as a cell chassis for production development of functional lipids, Gene. 718, 144073.

11. Henry, C., Li, J., Danion, F., Alcazar-Fuoli, L., Mellado, E., Beau, R., Jouvion, G., Latgè, J. P. & Fontaine, T. (2019) Two KTR mannosyltransferases are responsible for the biosynthesis of cell wall mannans and control polarized growth in Aspergillus fumigatus, mBio. 10, e02647-18.

12. Yoshimi, A., Sano, M., Inaba, A., Kokubun, Y., Fujioka, T., Mizutani, O., Hagiwara, D., Fujikawa, T., Nishimura, M., Yano, S., Kasahara, S., Shimizu, K., Yamaguchi, M., Kawakami, K. & Abe, K. (2013) Functional analysis of the α-1,3-glucan synthase genes agsA and agsB in Aspergillus nidulans: AgsB is the major α-1,3-glucan synthase in this fungus, PLoS ONE. 8, e54893.

13. Porcel, E. M. R., Lopez, J. L. C., Perez, J. A. S., Sevilla, J. M. F. & Chisti, Y. (2005) Effects of pellet morphology on broth rheology in fermentations of Aspergillus terreus, Biochem Eng J. 26, 139-44.

14. Limón, M. C., Pakula, T., Saloheimo, M. & Penttilä, M. (2011) The effects of disruption of phosphoglucose isomerase gene on carbon utilisation and cellulase production in Trichoderma reesei Rut- C30, Microb Cell Fact. 10, 40.

15. Ahamed, A. & Vermette, P. (2009) Effect of culture medium composition on Trichoderma reesei's morphology and cellulase production, Bioresour Technol. 100, 5979-87.

16. Hotop, S., Moller, J., Niehoff, J. & Schugerl, K. (1993) Influence of the preculture conditions on the pellet size distribution of Penicillium chrysogenum cultivation, Process Biochem. 28, 99-104.

17. Cronenberg, C. C. H., Ottengraf, S. P. P., Vandenheuvel, J. C., Pottel, F., Sziele, D., Schugerl, K. & Bellgardt, K. H. (1994) Influence of age and structure of Penicillium chrysogenum pellets on the internal concentration profiles, Bioprocess Eng. 10, 209-16.

18. Liao, W., Liu, Y. & Chen, S. (2007) Studying pellet formation of a filamentous fungus Rhizopus oryzae to enhance organic acid production, Appl Biochem Biotechnol. 137-140, 689-701.

19. Liao, W., Liu, Y., Frear, C. & Chen, S. (2007) A new approach of pellet formation of a filamentous fungus - Rhizopus oryzae, Bioresour Technol. 98, 3415-23.

20. Zhou, Y., Du, J. & Tsao, G. T. (2000) Mycelial pellet formation by Rhizopus oryzae ATCC 20344, Appl Biochem Biotechnol. 84-86, 779-90.

21. Liu, Y., Liao, W. & Chen, S. (2008) Study of pellet formation of filamentous fungi Rhizopus oryzae using a multiple logistic regression model, Biotechnol Bioeng. 99, 117-28.

22. Nair, R. B., Lennartsson, P. R. & Taherzadeh, M. J. (2016) Mycelial pellet formation by edible ascomycete filamentous fungi, Neurospora intermedia, AMB Express. 6, 31.

23. Žmak, P. M., Podgornik, A., Podgornik, H. & Koloini, T. (2006) Impact of pellet size on growth and lignin peroxidase activity of Phanerochaete chrysosporium, World J Microbiol Biotechnol. 22, 1243-49.

24. Liu, Y. S. & Wu, J. Y. (2012) Effects of Tween 80 and pH on mycelial pellets and exopolysaccharide production in liquid culture of a medicinal fungus, J Ind Microbiol Biotechnol. 39, 623-8.

25. Carmichael, R. D. & Pickard, M. A. (1989) Continuous and batch production of chloroperoxidase by mycelial pellets of Caldariomyces fumago in an airlift fermentor, Appl Environ Microbiol. 55, 17-20.

26. Takahashi, J. & Yamada, K. (1959) Studies on the effects of some physical conditions on the submerged mold culture. Part II. On the two types of pellet formation in the shaking culture, J Agr Chem Soc. 33, 707-710.

27. Zhang, J. & Zhang, J. (2016) The filamentous fungal pellet and forces driving its formation, Crit Rev Biotechnol. 36, 1066-77.

28. Nielsen, J. & Krabben, P. (1995) Hyphal growth and fragmentation of Penicillium chrysogenum in submerged cultures, Biotechnol Bioeng. 46, 588-98.

29. Kelly, S., Grimm, L. H., Hengstler, J., Schultheis, E., Krull, R. & Hempel, D. C. (2004) Agitation effects on submerged growth and product formation of Aspergillus niger, Bioprocess Biosystems Eng. 26, 315-23.

30. Nielsen, J., Johansen, C. L., Jacobsen, M., Krabben, P. & Villadsen, J. (1995) Pellet formation and fragmentation in submerged cultures of Penicillium chrysogenum and its relation to penicillin production, Biotechnol Prog. 11, 93-8.

31. Lopez, J. L. C., Perez, J. A. S., Sevilla, J. M. F., Porcel, E. M. R. & Chisti, Y. (2005) Pellet morphology, culture rheology and lovastatin production in cultures of Aspergillus terreus, J Biotechnol. 116, 61-77.

32. Bizukojc, M. & Ledakowicz, S. (2010) The morphological and physiological evolution of Aspergillus terreus mycelium in the submerged culture and its relation to the formation of secondary metabolites, World J Microbiol Biotechnol. 26, 41-54.

33. Driouch, H., Sommer, B. & Wittmann, C. (2010) Morphology engineering of Aspergillus niger for improved enzyme production, Biotechnol Bioeng. 105, 1058-68.

34. Gonciarz, J. & Bizukojc, M. (2014) Adding talc microparticles to Aspergillus terreus ATCC 20542 preculture decreases fungal pellet size and improves lovastatin production, Eng Life Sci. 14, 190-200.

35. Wucherpfennig, T., Hestler, T. & Krull, R. (2011) Morphology engineering-osmolality and its effect on Aspergillus niger morphology and productivity, Microb Cell Fact. 10, 58.

36. Yoshimi, A., Miyazawa, K. & Abe, K. (2016) Cell wall structure and biogenesis in Aspergillus species, Biosci Biotechnol Biochem. 80, 1700-11.

37. Latgè, J. P. & Beauvais, A. (2014) Functional duality of the cell wall, Curr Opin Microbiol. 20, 111- 7.

38. Latgè, J. P. (2010) Tasting the fungal cell wall, Cell Microbiol. 12, 863-72.

39. Beauvais, A., Fontaine, T., Aimanianda, V. & Latgè, J. P. (2014) Aspergillus cell wall and biofilm, Mycopathologia. 178, 371-7.

40. Gow, N. A. R., Latge, J. P. & Munro, C. A. (2017) The fungal cell wall: structure, biosynthesis, and function, Microbiol Spectr. 5, FUNK-0035-2016.

41. Loussert, C., Schmitt, C., Prevost, M. C., Balloy, V., Fadel, E., Philippe, B., Kauffmann-Lacroix, C., Latge, J. P. & Beauvais, A. (2010) In vivo biofilm composition of Aspergillus fumigatus, Cell Microbiol. 12, 405-10.

42. Beauvais, A., Schmidt, C., Guadagnini, S., Roux, P., Perret, E., Henry, C., Paris, S., Mallet, A., Prévost, M.-C. & Latgé, J. P. (2007) An extracellular matrix glues together the aerial-grown hyphae of Aspergillus fumigatus, Cell Microbiol. 9, 1588-600.

43. Kanetsuna, F. & Carbonell, L. M. (1970) Cell wall glucans of the yeast and mycelial forms of Paracoccidioides brasiliensis, J Bacteriol. 101, 675-80.

44. Johnston, I. R. (1965) The partial acid hydrolysis of a highly dextrorotatory fragment of the cell wall of Aspergillus niger. Isolation of the α-(1-3)-linked dextrin series, Biochem J. 96, 659-64.

45. Bacon, J. S. D., Jones, D., Farmer, V. C. & Webley, D. M. (1968) Occurrence of α(1-3)glucan in Cryptococcus, Schizosaccharomyces and Polyporus species and its hydrolysis by a Streptomyces culture filtrate lysing cell walls of Cryptococcus, Biochim Biophys Acta. 158, 313-5.

46. Zonneveld, B. J. (1971) Biochemical analysis of cell wall of Aspergillus nidulans, Biochim Biophys Acta. 249, 506-14.

47. Zonneveld, B. J. (1972) Morphogenesis in Aspergillus nidulans. The significance of a α-1,3-glucan of the cell wall and α-1,3-glucanase for cleistothecium development, Biochim Biophys Acta. 273, 174-87.

48. Zonneveld, B. J. (1973) Inhibitory effect of 2-deoxyglucose on cell-wall α-1,3-glucan synthesis and cleistothecium development in Aspergillus nidulans, Dev Biol. 34, 1-8.

49. Zonneveld, B. J. (1974) α-1,3 Glucan synthesis correlated with α-1,3 glucanase synthesis, conidiation and fructification in morphogenetic mutants of Aspergillus nidulans, J Gen Microbiol. 81, 445-51.

50. Zonneveld, B. J. M. (1975) Sexual differentiation in Aspergillus nidulans - Requirement for manganese and its effect on α-1,3 glucan synthesis and degradation, Arch Microbiol. 105, 101-104.

51. Zonneveld, B. J. M. (1975) Sexual differentiation in Aspergillus nidulans - Requirement for manganese and correlation between phosphoglucomutase and synthesis of reserve material, Arch Microbiol. 105, 105-108.

52. San-Blas, F., San-Blas, G. & Cova, L. J. (1976) A morphological mutant of Paracoccidioides brasiliensis strain IVIC Pb9. Isolation and wall characterization, J Gen Microbiol. 93, 209-18.

53. Klimpel, K. R. & Goldman, W. E. (1987) Isolation and characterization of spontaneous avirulent variants of Histoplasma capsulatum, Infect Immun. 55, 528-33.

54. Klimpel, K. R. & Goldman, W. E. (1988) Cell walls from avirulent variants of Histoplasma capsulatum lack α-(1,3)-glucan, Infect Immun. 56, 2997-3000.

55. San-Blas, G. & Vernet, D. (1977) Induction of the synthesis of cell wall α-1,3-glucan in the yeastlike form of Paracoccidioides brasiliensis strain IVIC Pb9 by fetal calf serum, Infect Immun. 15, 897-902.

56. San-Blas, G., San-Blas, F. & Serrano, L. E. (1977) Host-parasite relationships in the yeastlike form of Paracoccidioides brasiliensis strain IVIC Pb9, Infect Immun. 15, 343-6.

57. San-Blas, G. & San-Blas, F. (1977) Paracoccidioides brasiliensis: cell wall structure and virulence. A review, Mycopathologia. 62, 77-86.

58. San-Blas, G. & San-Blas, F. (1982) Effect of detergents on membrane-associated glucan synthetase from Paracoccidioides brasiliensis, J Bacteriol. 152, 563-6.

59. Hogan, L. H. & Klein, B. S. (1994) Altered expression of surface α-1,3-glucan in genetically related strains of Blastomyces dermatitidis that differ in virulence, Infect Immun. 62, 3543-6.

60. James, P. G., Cherniak, R., Jones, R. G., Stortz, C. A. & Reiss, E. (1990) Cell-wall glucans of Cryptococcus neoformans CAP-67, Carbohydr Res. 198, 23-38.

61. Rappleye, C. A., Engle, J. T. & Goldman, W. E. (2004) RNA interference in Histoplasma capsulatum demonstrates a role for α-(1,3)-glucan in virulence, Mol Microbiol. 53, 153-65.

62. Rappleye, C. A., Eissenberg, L. G. & Goldman, W. E. (2007) Histoplasma capsulatum α-(1,3)-glucan blocks innate immune recognition by the β-glucan receptor, Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 1366-70.

63. Beauvais, A., Maubon, D., Park, S., Morelle, W., Tanguy, M., Huerre, M., Perlin, D. S. & Latge, J. P. (2005) Two α(1-3) glucan synthases with different functions in Aspergillus fumigatus, Appl Environ Microbiol. 71, 1531-8.

64. Maubon, D., Park, S., Tanguy, M., Huerre, M., Schmitt, C., Prevost, M. C., Perlin, D. S., Latgè, J. P. & Beauvais, A. (2006) AGS3, an α(1-3)glucan synthase gene family member of Aspergillus fumigatus, modulates mycelium growth in the lung of experimentally infected mice, Fungal Genet Biol. 43, 366-75.

65. Henry, C., Latgè, J. P. & Beauvais, A. (2012) α1,3 Glucans are dispensable in Aspergillus fumigatus, Eukaryot Cell. 11, 26-9.

66. Beauvais, A., Bozza, S., Kniemeyer, O., Formosa, C., Balloy, V., Henry, C., Roberson, R. W., Dague, E., Chignard, M., Brakhage, A. A., Romani, L. & Latgè, J. P. (2013) Deletion of the α-(1,3)-glucan synthase genes induces a restructuring of the conidial cell wall responsible for the avirulence of Aspergillus fumigatus, PLoS Pathog. 9, e1003716.

67. Reese, A. J. & Doering, T. L. (2003) Cell wall α-1,3-glucan is required to anchor the Cryptococcus neoformans capsule, Mol Microbiol. 50, 1401-9.

68. Reese, A. J., Yoneda, A., Breger, J. A., Beauvais, A., Liu, H., Griffith, C. L., Bose, I., Kim, M. J., Skau, C., Yang, S., Sefko, J. A., Osumi, M., Latge, J. P., Mylonakis, E. & Doering, T. L. (2007) Loss of cell wall α(1-3) glucan affects Cryptococcus neoformans from ultrastructure to virulence, Mol Microbiol. 63, 1385- 98.

69. Fujikawa, T., Kuga, Y., Yano, S., Yoshimi, A., Tachiki, T., Abe, K. & Nishimura, M. (2009) Dynamics of cell wall components of Magnaporthe grisea during infectious structure development, Mol Microbiol. 73, 553-70.

70. Fujikawa, T., Sakaguchi, A., Nishizawa, Y., Kouzai, Y., Minami, E., Yano, S., Koga, H., Meshi, T. & Nishimura, M. (2012) Surface α-1,3-glucan facilitates fungal stealth infection by interfering with innate immunity in plants, PLoS Pathog. 8, e1002882.

71. Stephen-Victor, E., Karnam, A., Fontaine, T., Beauvais, A., Das, M., Hegde, P., Prakhar, P., Holla, S., Balaji, K. N., Kaveri, S. V., Latge, J. P., Aimanianda, V. & Bayry, J. (2017) Aspergillus fumigatus cell wall α-(1,3)-glucan stimulates regulatory T-cell polarization by inducing PD-L1 expression on human dendritic cells, J Infect Dis. 216, 1281-1294.

72. Hochstenbach, F., Klis, F. M., van den Ende, H., van Donselaar, E., Peters, P. J. & Klausner, R. D. (1998) Identification of a putative α-glucan synthase essential for cell wall construction and morphogenesis in fission yeast, Proc Natl Acad Sci U S A. 95, 9161-6.

73. Katayama, S., Hirata, D., Arellano, M., Perez, P. & Toda, T. (1999) Fission yeast α-glucan synthase Mok1 requires the actin cytoskeleton to localize the sites of growth and plays an essential role in cell morphogenesis downstream of protein kinase C function, J Cell Biol. 144, 1173-86.

74. Grün, C. H., Hochstenbach, F., Humbel, B. M., Verkleij, A. J., Sietsma, J. H., Klis, F. M., Kamerling, J. P. & Vliegenthart, J. F. (2005) The structure of cell wall α-glucan from fission yeast, Glycobiology. 15, 245-57.

75. Choma, A., Wiater, A., Komaniecka, I., Paduch, R., Pleszczynska, M. & Szczodrak, J. (2013) Chemical characterization of a water insoluble (1-->3)-α-D-glucan from an alkaline extract of Aspergillus wentii, Carbohydr Polym. 91, 603-8.

76. Vos, A., Dekker, N., Distel, B., Leunissen, J. A. & Hochstenbach, F. (2007) Role of the synthase domain of Ags1p in cell wall α-glucan biosynthesis in fission yeast, J Biol Chem. 282, 18969-79.

77. Marion, C. L., Rappleye, C. A., Engle, J. T. & Goldman, W. E. (2006) An α-(1,4)-amylase is essential for α-(1,3)-glucan production and virulence in Histoplasma capsulatum, Mol Microbiol. 62, 970-83.

78. Camacho, E., Sepulveda, V. E., Goldman, W. E., San-Blas, G. & Nino-Vega, G. A. (2012) Expression of Paracoccidioides brasiliensis AMY1 in a Histoplasma capsulatum amy1 mutant, relates an α-(1,4)- amylase to cell wall α-(1,3)-glucan synthesis, PLoS One. 7, e50201.

79. van der Kaaij, R. M., Janecek, S., van der Maarel, M. J. & Dijkhuizen, L. (2007) Phylogenetic and biochemical characterization of a novel cluster of intracellular fungal α-amylase enzymes, Microbiology. 153, 4003-15.

80. He, X. X., Li, S. N. & Kaminskyj, S. G. W. (2014) Characterization of Aspergillus nidulans α-glucan synthesis: roles for two synthases and two amylases, Mol Microbiol. 91, 579-95.

81. He, X., Li, S. & Kaminskyj, S. (2017) An amylase-like protein, AmyD, is the major negative regulator for α-glucan synthesis in Aspergillus nidulans during the asexual life cycle, Int'l J Mol Sci. 18, 695.

82. van der Kaaij, R. M., Yuan, X. L., Franken, A., Ram, A. F., Punt, P. J., van der Maarel, M. J. & Dijkhuizen, L. (2007) Two novel, putatively cell wall-associated and glycosylphosphatidylinositol- anchored α-glucanotransferase enzymes of Aspergillus niger, Eukaryot Cell. 6, 1178-88.

83. Mizutani, O., Nojima, A., Yamamoto, M., Furukawa, K., Fujioka, T., Yamagata, Y., Abe, K. & Nakajima, T. (2004) Disordered cell integrity signaling caused by disruption of the kexB gene in Aspergillus oryzae, Eukaryot Cell. 3, 1036-48.

84. Mizutani, O., Shiina, M., Yoshimi, A., Sano, M., Watanabe, T., Yamagata, Y., Nakajima, T., Gomi, K. & Abe, K. (2016) Substantial decrease in cell wall α-1,3-glucan caused by disruption of the kexB gene encoding a subtilisin-like processing protease in Aspergillus oryzae, Biosci Biotechnol Biochem. 80, 1781- 91.

85. Levin, D. E. (2005) Cell wall integrity signaling in Saccharomyces cerevisiae, Microbiol Mol Biol Rev. 69, 262-91.

86. Fujioka, T., Mizutani, O., Furukawa, K., Sato, N., Yoshimi, A., Yamagata, Y., Nakajima, T. & Abe, K. (2007) MpkA-dependent and -independent cell wall integrity signaling in Aspergillus nidulans, Eukaryot Cell. 6, 1497-510.

87. Fontaine, T., Beauvais, A., Loussert, C., Thevenard, B., Fulgsang, C. C., Ohno, N., Clavaud, C., Prevost, M. C. & Latgè, J. P. (2010) Cell wall α1-3glucans induce the aggregation of germinating conidia of Aspergillus fumigatus, Fungal Genet Biol. 47, 707-12.

88. Miyazawa, K., Yoshimi, A., Zhang, S., Sano, M., Nakayama, M., Gomi, K. & Abe, K. (2016) Increased enzyme production under liquid culture conditions in the industrial fungus Aspergillus oryzae by disruption of the genes encoding cell wall α-1,3-glucan synthase, Biosci Biotechnol Biochem. 80, 1853-63.

89. Motoyama, T., Fujiwara, M., Kojima, N., Horiuchi, H., Ohta, A. & Takagi, M. (1996) The Aspergillus nidulans genes chsA and chsD encode chitin synthases which have redundant functions in conidia formation, Mol Gen Genet. 251, 442-50.

90. Mizutani, O., Kudo, Y., Saito, A., Matsuura, T., Inoue, H., Abe, K. & Gomi, K. (2008) A defect of LigD (human Lig4 homolog) for nonhomologous end joining significantly improves efficiency of gene- targeting in Aspergillus oryzae, Fungal Genet Biol. 45, 878-89.

91. Inoue, H., Nojima, H. & Okayama, H. (1990) High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids, Gene. 96, 23-8.

92. Gomi, K., Iimura, Y. & Hara, S. (1987) Integrative transformation of Aspergillus oryzae with a plasmid containing the Aspergillus nidulans argB gene, Agric Biol Chem. 51, 2549-55.

93. Laemmli, U. K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4, Nature. 227, 680-5.

94. Zhang, S., Ban, A., Ebara, N., Mizutani, O., Tanaka, M., Shintani, T. & Gomi, K. (2017) Self-excising Cre/mutant lox marker recycling system for multiple gene integrations and consecutive gene deletions in Aspergillus oryzae, J Biosci Bioeng. 123, 403-11.

95. Furukawa, K., Yoshimi, A., Furukawa, T., Hoshi, Y., Hagiwara, D., Sato, N., Fujioka, T., Mizutani, O., Mizuno, T., Kobayashi, T. & Abe, K. (2007) Novel reporter gene expression systems for monitoring activation of the Aspergillus nidulans HOG pathway, Biosci Biotechnol Biochem. 71, 1724-30.

96. Hakomori, S. (1964) A rapid permethylation of glycolipid, and polysaccharide catalyzed by methylsulfinyl carbanion in dimethyl sulfoxide, J Biochem. 55, 205-8.

97. Matsuo, K., Isogai, E. & Araki, Y. (2000) Occurrence of [--> 3)-β-D-Manp-(1 --> 4)-β-D-Manp-(1 -- >]n units in the antigenic polysaccharides from Leptospira biflexa serovar patoc strain Patoc I, Carbohydr Res. 328, 517-24.

98. Yano, S., Wakayama, M. & Tachiki, T. (2006) Cloning and expression of an α-1,3-glucanase gene from Bacillus circulans KA-304: the enzyme participates in protoplast formation of Schizophyllum commune, Biosci Biotechnol Biochem. 70, 1754-63.

99. Puanglek, S., Kimura, S., Enomoto-Rogers, Y., Kabe, T., Yoshida, M., Wada, M. & Iwata, T. (2016) In vitro synthesis of linear α-1,3-glucan and chemical modification to ester derivatives exhibiting outstanding thermal properties, Sci Rep. 6, 30479.

100. Wei, H., Scherer, M., Singh, A., Liese, R. & Fischer, R. (2001) Aspergillus nidulans α-1,3 glucanase (mutanase), mutA, is expressed during sexual development and mobilizes mutan, Fungal Genet Biol. 34, 217-27.

101. Zhang, S., Sato, H., Ichinose, S., Tanaka, M., Miyazawa, K., Yoshimi, A., Abe, K., Shintani, T. & Gomi, K. (2017) Cell wall α-1,3-glucan prevents alpha-amylase adsorption onto fungal cell in submerged culture of Aspergillus oryzae, J Biosci Bioeng. 124, 47-53.

102. Yoshimi, A., Miyazawa, K. & Abe, K. (2017) Function and biosynthesis of cell wall α-1,3-glucan in fungi, J Fungi. 3, 63.

103. Riquelme, M., Aguirre, J., Bartnicki-Garcia, S., Braus, G. H., Feldbrugge, M., Fleig, U., Hansberg, W., Herrera-Estrella, A., Kamper, J., Kuck, U., Mourino-Perez, R. R., Takeshita, N. & Fischer, R. (2018) Fungal morphogenesis, from the polarized growth of hyphae to complex reproduction and infection structures, Microbiol Mol Biol Rev. 82, e00068-17.

104. Guo, M. Q., Hu, X., Wang, C. & Ai, L. (2017) Polysaccharides: structure and solubility in Solubility of Polysaccharides pp. 7–21.

105. Kang, X., Kirui, A., Muszynski, A., Widanage, M. C. D., Chen, A., Azadi, P., Wang, P., Mentink- Vigier, F. & Wang, T. (2018) Molecular architecture of fungal cell walls revealed by solid-state NMR, Nat Commun. 9, 2747.

106. Wei, H., Vienken, K., Weber, R., Bunting, S., Requena, N. & Fischer, R. (2004) A putative high affinity hexose transporter, hxtA, of Aspergillus nidulans is induced in vegetative hyphae upon starvation and in ascogenous hyphae during cleistothecium formation, Fungal Genet Biol. 41, 148-156.

107. Karahalil, E., Demirel, F., Evcan, E., Germec, M., Tari, C. & Turhan, I. (2017) Microparticle- enhanced polygalacturonase production by wild type Aspergillus sojae, 3 Biotech. 7, 361.

108. Fontaine, T., Delangle, A., Simenel, C., Coddeville, B., Van Vliet, S. J., Van Kooyk, Y., Bozza, S., Moretti, S., Schwarz, F., Trichot, C., Aebi, M., Delepierre, M., Elbim, C., Romani, L. & Latgé, J.-P. (2011) Galactosaminogalactan, a new immunosuppressive polysaccharide of Aspergillus fumigatus, PLoS Pathog. 7, e1002372.

109. Gravelat, F. N., Beauvais, A., Liu, H., Lee, M. J., Snarr, B. D., Chen, D., Xu, W., Kravtsov, I., Hoareau, C. M., Vanier, G., Urb, M., Campoli, P., Al Abdallah, Q., Lehoux, M., Chabot, J. C., Ouimet, M. C., Baptista, S. D., Fritz, J. H., Nierman, W. C., Latge, J. P., Mitchell, A. P., Filler, S. G., Fontaine, T. & Sheppard, D. C. (2013) Aspergillus galactosaminogalactan mediates adherence to host constituents and conceals hyphal beta-glucan from the immune system, PLoS Pathog. 9, e1003575.

110. Sheppard, D. C. & Howell, P. L. (2016) Biofilm exopolysaccharides of pathogenic fungi: lessons from bacteria, J Biol Chem. 291, 12529-37.

111. Lee, M. J., Geller, A. M., Bamford, N. C., Liu, H., Gravelat, F. N., Snarr, B. D., Le Mauff, F., Chabot, J., Ralph, B., Ostapska, H., Lehoux, M., Cerone, R. P., Baptista, S. D., Vinogradov, E., Stajich, J. E., Filler, S. G., Howell, P. L. & Sheppard, D. C. (2016) Deacetylation of fungal exopolysaccharide mediates adhesion and biofilm formation, mBio. 7, e00252-16.

112. Bamford, N. C., Snarr, B. D., Gravelat, F. N., Little, D. J., Lee, M. J., Zacharias, C. A., Chabot, J. C., Geller, A. M., Baptista, S. D., Baker, P., Robinson, H., Howell, P. L. & Sheppard, D. C. (2015) Sph3 is a glycoside hydrolase required for the biosynthesis of galactosaminogalactan in Aspergillus fumigatus, J Biol Chem. 290, 27438-50.

113. Lee, M. J., Gravelat, F. N., Cerone, R. P., Baptista, S. D., Campoli, P. V., Choe, S. I., Kravtsov, I., Vinogradov, E., Creuzenet, C., Liu, H., Berghuis, A. M., Latge, J. P., Filler, S. G., Fontaine, T. & Sheppard, D. C. (2014) Overlapping and distinct roles of Aspergillus fumigatus UDP-glucose 4-epimerases in galactose metabolism and the synthesis of galactose-containing cell wall polysaccharides, J Biol Chem. 289, 1243-56.

114. Speth, C., Rambach, G., Lass-Flörl, C., Howell, P. L. & Sheppard, D. C. (2019) Galactosaminogalactan (GAG) and its multiple roles in Aspergillus pathogenesis, Virulence, 1-8.

115. Bamford, N. C., Le Mauff, F., Subramanian, A. S., Yip, P., Millan, C., Zhang, Y., Zacharias, C., Forman, A., Nitz, M., Codee, J. D. C., Uson, I., Sheppard, D. C. & Howell, P. L. (2019) Ega3 from the fungal pathogen Aspergillus fumigatus is an endo-α-1,4-galactosaminidase that disrupts microbial biofilms, J Biol Chem. 294, 13833-49.

116. Gravelat, F. N., Ejzykowicz, D. E., Chiang, L. Y., Chabot, J. C., Urb, M., Macdonald, K. D., al-Bader, N., Filler, S. G. & Sheppard, D. C. (2010) Aspergillus fumigatus MedA governs adherence, host cell interactions and virulence, Cell Microbiol. 12, 473-88.

117. Suyotha, W., Yano, S., Takagi, K., Rattanakit-Chandet, N., Tachiki, T. & Wakayama, M. (2013) Domain structure and function of α-1,3-glucanase from Bacillus circulans KA-304, an enzyme essential for degrading basidiomycete cell walls, Biosci Biotechnol Biochem. 77, 639-47.

118. Terayama, H. (1952) Method of colloid titration (a new titration between polymer ions), J Polym Sci. 8, 243-53.

119. Hattori, T., Munezane, S., Kato, R. & Kawauchi, T. (2009) Evaluation of colloidal titration with potassium poly(vinylsulfate) to determine the degree of chitosan deacetylation, Chitin Chitosan Res. 15, 13-9.

120. Johnson, A. R. (1971) Improved method of hexosamine determination, Anal Biochem. 44, 628-35.

121. Maeda, H., Yamagata, Y., Abe, K., Hasegawa, F., Machida, M., Ishioka, R., Gomi, K. & Nakajima, T. (2005) Purification and characterization of a biodegradable plastic-degrading enzyme from Aspergillus oryzae, Appl Microbiol Biotechnol. 67, 778-88.

122. Priegnitz, B.-E., Wargenau, A., Brandt, U., Rohde, M., Dietrich, S., Kwade, A., Krull, R. & Fleissner, A. (2012) The role of initial spore adhesion in pellet and biofilm formation in Aspergillus niger, Fungal Genet Biol. 49, 30-8.

参考文献をもっと見る

全国の大学の
卒論・修論・学位論文
を
一発検索！

この論文の関連論文を見る